Научно-практический журнал
«Клиническая физиология кровообращения»

ISSN 1814-6910 (Print)
ISSN 2410-9134 (Online)

 

Главный редактор

Лео Антонович Бокерия, доктор медицинских наук, профессор, академик РАН и РАМН, президент ФГБУ «НМИЦ ССХ им. А.Н. Бакулева» МЗ РФ


Каталог статей ➤ КФК. 2022; 19 (2): 97-192 ➤ Применение высокоэффективной жидкостной хроматографии и масс-спектрометрии для количественного определения местных анестетиков в плазме крови

Применение высокоэффективной жидкостной хроматографии и масс-спектрометрии для количественного определения местных анестетиков в плазме крови

Авторы: Чичановская Л.В., Попов Н.С., Федерякин Д.В., Белевский Е.В., Майоров М.О., Зацепин А.Г.

Организация:
ФГБОУ ВО «Тверской государственный медицинский университет» Минздрава России, Тверь, Российская Федерация

Для корреспонденции: Сведения доступны для зарегистрированных пользователей.

Раздел: Экспериментальные исследования

DOI: https://doi.org/10.24022/1814-6910-2022-19-2-177-185

УДК: 615.382:543]:616-072

Библиографическая ссылка: Клиническая физиология кровообращения. 2022; 2 (19): 177-185

Цитировать как: Чичановская Л.В., Попов Н.С., Федерякин Д.В., Белевский Е.В., Майоров М.О., Зацепин А.Г. . Применение высокоэффективной жидкостной хроматографии и масс-спектрометрии для количественного определения местных анестетиков в плазме крови. Клиническая физиология кровообращения. 2022; 2 (19): 177-185. DOI: 10.24022/1814-6910-2022-19-2-177-185

Ключевые слова: местные анестетики, лидокаин, бупивакаин, ропивакаин, системная токсичность местных анестетиков, масс-спектрометрия

Поступила / Принята к печати:  04.02.2022 / 10.03.2022

Полнотекстовая версия:  

Аннотация

Цель исследования – разработка и валидация методики количественного определения местных анестетиков в плазме крови с помощью высокоэффективной жидкостной хроматографии с масс-спектрометрическим детектированием.

Материал и методы. Объектами исследования явились лидокаин, бупивакаин и ропивакаин. В качестве внутреннего стандарта был использован мепивакаин. Количественное определение препаратов в плазме крови осуществляли с применением высокоэффективного жидкостного хроматографа Agilent Technologies 1260 Infinity II и масс-спектрометра AB Sciex 3200 QTrap MD. Использовали хроматографическую колонку Phenomenex Synergi 4 мкм Fusion-RP 50 × 2 мм. В качестве подвижной фазы использовали смесь деионизированной воды и ацетонитрила с добавлением 0,1% муравьиной кислоты. Выбор метода пробоподготовки был основан на полученных данных о степени извлечения аналитов и матричного эффекта. На этапе разработки сравнивали методы осаждения белков ацетонитрилом и метанолом, а также жидкостную экстракцию.

Результаты. Местные анестетики детектировали по соответствующим MRM-переходам: бупивакаин – m/z 289,1→140,2, ропивакаин – m/z 275,1→126,2, лидокаин – m/z 235,1→86,2, мепивакаин (внутренний стандарт) – m/z 247,1→98,1. Использовали следующие хроматографические параметры: подвижная фаза – 70% водный раствор ацетонитрила с добавлением 0,1% муравьиной кислоты, скорость потока 300 мкл/мин, температура хроматографической колонки 40 °C, объем вводимой пробы 10 мкл, общая продолжительность анализа 5 мин. Время удерживания бупивакаина, ропивакаина и лидокаина составило в среднем 1,1 мин. Извлечение местных анестетиков из плазмы крови осуществляли гексаном. Аналитический диапазон разработанной методики составил от 1 до 1000 нг/мл для бупивакаина, ропивакаина и лидокаина. Разработанная методика характеризуется быстротой выполнения, селективностью, воспроизводимостью, точностью.

Заключение. Разработанная методика количественного определения бупивакаина, ропивакаина и лидокаина в плазме крови полностью соответствует требованиям отечественной и зарубежной нормативной документации и может быть использована для проведения терапевтического лекарственного мониторинга местных анестетиков и установления индивидуальных фармакокинетических особенностей препаратов.

Литература

  1. Печерский В.Г., Музыка Л.В. Сравнение эффективности применения бупивакаина и левобупивакаина для спинальной анестезии при операциях на нижних конечностях. Новости хирургии. 2020; 28 (4): 412–7. DOI: 10.18484/2305-0047.2020.4.412
  2. Yanagidate F., Strichartz G.R. Local anesthetics. Handb. Exp. Pharmacol. 2007; 177: 95–127. DOI: 10.1007/978-3-540-33823-9_4
  3. Eng H.C., Ghosh S.M., Chin K.J. Practical use of local anesthetics in regional anesthesia. Curr. Opin. Anaesthesiol. 2014; 27 (4): 382–7. DOI: 10.1097/ACO.0000000000000091
  4. Golembiewski J. Local anesthetics. J. Perianesth. Nurs. 2013; 28 (6): 409–12. DOI: 10.1016/j.jopan.2013.09.001
  5. Лахин Р.Е., Гемуа И.А., Аверьянов Д.А. Двойное слепое рандомизированное исследование миотоксичности лидокаина, бупивакаина, левобупивакаина и ропивакаина у крыс. Регионарная анестезия и лечение острой боли. 2020; 14 (2): 93–108. DOI: 10.17816/1993-6508-2020-14-2-93-108
  6. Waldinger R., Weinberg G., Gitman M. Local anesthetic toxicity in the geriatric population. Drugs Aging. 2020; 37 (1): 1–9. DOI: 10.1007/s40266-019-00718-0
  7. Wadlund D.L. Local anesthetic systemic toxicity. AORN J. 2017; 106 (5): 367–77. DOI: 10.1016/j.aorn.2017.08.015
  8. Fuzier R., Lapeyre-Mestre M. Safety of amide local anesthetics: new trends. Expert Opin. Drug. Saf. 2010; 9 (5): 759–69. DOI: 10.1517/14740331003789373
  9. Becker D.E., Reed K.L. Essentials of local anesthetic pharmacology. Anesth. Prog. 2006; 53 (3): 98–109. DOI: 10.2344/0003-3006(2006)53[98:EOLAP]2.0.CO;2
  10. Mazoit J.-X. Local anesthetics and their adjuncts. Paediatr. Anaesth. 2012; 22 (1): 31–8. DOI: 10.1111/j.1460-9592.2011.03692.x
  11. Guiochon G. Monolithic columns in high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr A. 2007; 1168 (1–2): 101–68; discussion 100. DOI: 10.1016/j.chroma.2007.05.090
  12. Rathnasekara R., Khadka S., Jonnada M., El Rassi Z. Polar and nonpolar organic polymer-based monolithic columns for capillary electrochromatography and highperformance liquid chromatography. Electrophoresis. 2017; 38 (1): 60–79. DOI: 10.1002/elps.201600356
  13. Grouls R.J., Ackerman E.W., Korsten H.H., Hellebrekers L.J., Breimer D.D. Partition coefficients (n-octanol/water) of N-butyl-p-aminobenzoate and other local anesthetics measured by reversed-phase high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr. B. Biomed. Sci. Appl. 1997; 694 (2): 421–5. DOI: 10.1016/s0378-4347(97)00207-7
  14. Pérez-Baeza M., Escuder-Gilabert L., Martín-Biosca Y., Sagrado S., Medina-Hernández M.J. Reversed phase liquid chromatography for the enantioseparation of local anaesthetics in polysaccharide-based stationary phases. Application to biodegradability studies. J. Chromatogr. A. 2020; 1625: 461334. DOI: 10.1016/j.chroma.2020.461334
  15. Ferré F., Krin A., Sanchez M., Ancelin D., Cavaignac E., Charre A. et al. Perineural dexamethasone attenuates liposomal bupivacaine-induced delayed neural inflammation in mice in vivo. Br. J. Anaesth. 2020; 125 (2): 175–83. DOI: 10.1016/j.bja.2020.04.091
  16. Lamy E., Fall F., Boigne L., Gromov K., Fabresse N., Grassin-Delyle S. Validation according to European and American regulatory agencies guidelines of an LCMS/MS method for the quantification of free and total ropivacaine in human plasma. Clin. Chem. Lab. Med. 2020; 58 (5): 701–8. DOI: 10.1515/cclm-2018-1298
  17. Qin W.-W., Jiao Z., Zhong M.-K., Shi X.-J., Zhang J., Li Z.-D., Cui X.-Y. Simultaneous determination of procaine, lidocaine, ropivacaine, tetracaine and bupivacaine in human plasma by high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr. B. Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 2010; 878 (15–16): 1185–9. DOI: 10.1016/j.jchromb.2010.03.003
  18. Gaudreault F., Drolet P., Varin F. High-performance liquid chromatography using UV detection for the simultaneous quantification of ropivacaine and bupivacaine in human plasma. Ther. Drug. Monit. 2009; 31 (6): 753–7. DOI: 10.1097/FTD.0b013e3181bc8014
  19. Blum F. High performance liquid chromatography. Br. J. Hosp. Med. (Lond). 2014; 75 (2): 18–21. DOI: 10.12968/hmed.2014.75.Sup2.C18
  20. Nesterenko E.P., Nesterenko P.N., Connolly D., He X., Floris P., Duffy E., Paull B. Nano-particle modified stationary phases for high-performance liquid chromatography. Analyst. 2013; 138 (15): 4229–54. DOI: 10.1039/c3an00508a 21. Malherbe C.J., de Beer D., Joubert E. Development of on-line high performance liquid chromatography (HPLC)-biochemical detection methods as tools in the identification of bioactives. Int. J. Mol. Sci. 2012; 13 (3): 3101–33. DOI: 10.3390/ijms13033101
  21. Миронов А.Н., Меркулов В.А., Бунятян Н.Д., Бондарев В.П., Борисевич И.В., Журавлева М.В. и др. Руководство по проведению доклинических исследований лекарственных средств. Часть вторая. М.: Гриф и К; 2013. Mironov A.N., Merkulov V.A., Bunyatyan N.D., Bondarev V.P., Borisevich I.V., Zhuravleva M.V. et al. Guidelines for preclinical studies of drugs. Part 2nd. Moscow; 2013 (in Russ.).
  22. European Medicines Agency. Guideline on validation of bioanalytical methods. EMEA/CHMP/EWP/192217/2009 (2009). www.ema.europa.eu
****
  1. Pecherskiy V.G., Muzyka L.V. Comparison of the efficacy of bupivacaine and levobupivacaine for spinal anesthesia in operations on the lower extremities. News of Surgery. 2020; 28 (4): 412–7 (in Russ.). DOI: 10.18484/2305-0047.2020.4.412
  2. Yanagidate F., Strichartz G.R. Local anesthetics. Handb. Exp. Pharmacol. 2007; 177: 95–127. DOI: 10.1007/978-3-540-33823-9_4
  3. Eng H.C., Ghosh S.M., Chin K.J. Practical use of local anesthetics in regional anesthesia. Curr. Opin. Anaesthesiol. 2014; 27 (4): 382–7. DOI: 10.1097/ACO.0000000000000091
  4. Golembiewski J. Local anesthetics. J. Perianesth. Nurs. 2013; 28 (6): 409–12. DOI: 10.1016/j.jopan.2013.09.001
  5. Lakhin R.E., Gemua I.A., Averyanov D.A. Doubleblind, randomized myotoxicity study of lidocaine, bupivacaine, levobupivacaine, and ropivacaine in rats. Regional Anesthesia and Treatment of Acute Pain. 2020; 14 (2): 93–108 (in Russ.). DOI: 10.17816/1993-6508- 2020-14-2-93-108
  6. Waldinger R., Weinberg G., Gitman M. Local anesthetic toxicity in the geriatric population. Drugs Aging. 2020; 37 (1): 1–9. DOI: 10.1007/s40266-019-00718-0
  7. Wadlund D.L. Local anesthetic systemic toxicity. AORN J. 2017; 106 (5): 367–77. DOI: 10.1016/j.aorn.2017.08.015
  8. Fuzier R., Lapeyre-Mestre M. Safety of amide local anesthetics: new trends. Expert Opin. Drug. Saf. 2010; 9 (5): 759–69. DOI: 10.1517/14740331003789373
  9. Becker D.E., Reed K.L. Essentials of local anesthetic pharmacology. Anesth. Prog. 2006; 53 (3): 98–109. DOI: 10.2344/0003-3006(2006)53[98:EOLAP]2.0.CO;2
  10. Mazoit J.-X. Local anesthetics and their adjuncts. Paediatr. Anaesth. 2012; 22 (1): 31–8. DOI: 10.1111/j.1460-9592.2011.03692.x
  11. Guiochon G. Monolithic columns in high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr A. 2007; 1168 (1–2): 101–68; discussion 100. DOI: 10.1016/j.chroma.2007.05.090
  12. Rathnasekara R., Khadka S., Jonnada M., El Rassi Z. Polar and nonpolar organic polymer-based monolithic columns for capillary electrochromatography and highperformance liquid chromatography. Electrophoresis. 2017; 38 (1): 60–79. DOI: 10.1002/elps.201600356
  13. Grouls R.J., Ackerman E.W., Korsten H.H., Hellebrekers L.J., Breimer D.D. Partition coefficients (n-octanol/water) of N-butyl-p-aminobenzoate and other local anesthetics measured by reversed-phase high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr. B. Biomed. Sci. Appl. 1997; 694 (2): 421–5. DOI: 10.1016/s0378-4347(97)00207-7
  14. Pérez-Baeza M., Escuder-Gilabert L., Martín-Biosca Y., Sagrado S., Medina-Hernández M.J. Reversed phase liquid chromatography for the enantioseparation of local anaesthetics in polysaccharide-based stationary phases. Application to biodegradability studies. J. Chromatogr. A. 2020; 1625: 461334. DOI: 10.1016/j.chroma.2020.461334
  15. Ferré F., Krin A., Sanchez M., Ancelin D., Cavaignac E., Charre A. et al. Perineural dexamethasone attenuates liposomal bupivacaine-induced delayed neural inflammation in mice in vivo. Br. J. Anaesth. 2020; 125 (2): 175–83. DOI: 10.1016/j.bja.2020.04.091
  16. Lamy E., Fall F., Boigne L., Gromov K., Fabresse N., Grassin-Delyle S. Validation according to European and American regulatory agencies guidelines of an LCMS/MS method for the quantification of free and total ropivacaine in human plasma. Clin. Chem. Lab. Med. 2020; 58 (5): 701–8. DOI: 10.1515/cclm-2018-1298
  17. Qin W.-W., Jiao Z., Zhong M.-K., Shi X.-J., Zhang J., Li Z.-D., Cui X.-Y. Simultaneous determination of procaine, lidocaine, ropivacaine, tetracaine and bupivacaine in human plasma by high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr. B. Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 2010; 878 (15–16): 1185–9. DOI: 10.1016/j.jchromb.2010.03.003
  18. Gaudreault F., Drolet P., Varin F. High-performance liquid chromatography using UV detection for the simultaneous quantification of ropivacaine and bupivacaine in human plasma. Ther. Drug. Monit. 2009; 31 (6): 753–7. DOI: 10.1097/FTD.0b013e3181bc8014
  19. Blum F. High performance liquid chromatography. Br. J. Hosp. Med. (Lond). 2014; 75 (2): 18–21. DOI: 10.12968/hmed.2014.75.Sup2.C18
  20. Nesterenko E.P., Nesterenko P.N., Connolly D., He X., Floris P., Duffy E., Paull B. Nano-particle modified stationary phases for high-performance liquid chromatography. Analyst. 2013; 138 (15): 4229–54. DOI: 10.1039/c3an00508a 21. Malherbe C.J., de Beer D., Joubert E. Development of on-line high performance liquid chromatography (HPLC)-biochemical detection methods as tools in the identification of bioactives. Int. J. Mol. Sci. 2012; 13 (3): 3101–33. DOI: 10.3390/ijms13033101
  21. Mironov A.N., Merkulov V.A., Bunyatyan N.D., Bondarev V.P., Borisevich I.V., Zhuravleva M.V. et al. Guidelines for preclinical studies of drugs. Part 2nd. Moscow; 2013 (in Russ.).
  22. European Medicines Agency. Guideline on validation of bioanalytical methods. EMEA/CHMP/EWP/192217/2009 (2009). www.ema.europa.eu

Об авторах

  • Чичановская Леся Васильевна, д-р мед. наук, профессор, заведующая кафедрой неврологии, реабилитации и нейрохирургии, ректор; ORCID
  • Попов Никита Сергеевич, канд. фарм. наук, заведующий научно-исследовательской лабораторией; ORCID
  • Федерякин Денис Владимирович, д-р мед. наук, профессор, заведующий кафедрой хирургии и анестезиологии-реаниматологии; ORCID
  • Белевский Евгений Вячеславович, канд. мед. наук, ассистент кафедры хирургии и анестезиологии-реаниматологии, заведующий отделением анестезиологии-реанимации;
  • Майоров Максим Олегович, аспирант, врач – анестезиолог-реаниматолог;
  • Зацепин Александр Геннадьевич, аспирант.

 Если вы заметили опечатку, выделите текст и нажмите Alt+A