Telomeres as dynamic structures of human genome: the effect of endogenous and exogenous factors

Full Text

ВВЕДЕНИЕ

Теломеры — это сложноорганизованные рибонуклеопротеиновые комплексы на концах хромосом человека, состоящие из варьирующего числа тандемных повторов гексануклеотидов, белков шелтеринового комплекса и теломерной РНК [1–3]. Основная функция теломер — это защита концевых участков хромосом от их слияний, распознавания нуклеазами и негомологичной рекомбинации. В ходе клеточных делений из-за концевой недорепликации длина теломер неизбежно уменьшается [4, 5]. Критическое уменьшение длины теломер в результате последовательных клеточных делений или их разрушение под воздействием внешних факторов может приводить к гибели клетки [6]. Таким образом, теломеры играют исключительно важную роль для поддержания нормального функционирования клетки, что позволяет отнести их к ключевым компонентам генома. В ходе онтогенеза длина теломер значительно изменяется как запрограммировано, так и под действием экзогенных и эндогенных факторов, что делает теломеры одними из самых динамических компонентов генома, а это, в свою очередь, создает серьезные проблемы для их изучения. Однако понимание механизмов, лежащих в основе изменения длин теломер и эффектов воздействия на них различных факторов, крайне важно, так как дает возможность разработать методы направленного воздействия, которые могут быть применены в биомедицине.

В настоящем обзоре рассмотрены особенности структуры теломер человека, методы их изучения, механизмы, лежащие в основе их увеличения и уменьшения, а также влияющие на них факторы.

ТЕЛОМЕРЫ. ИСТОРИЯ ИЗУЧЕНИЯ, СТРОЕНИЕ И ФУНКЦИИ

Впервые теломеры были описаны в начале XX в. Б. МакКлинток и Г. Мёллером. В двух независимых исследованиях на различных объектах, кукурузе и дрозофиле, были обнаружены структуры на концах хромосом, впоследствии получившие название «теломеры»: от др. — греч. τέλος — конец, и μέρος — часть. Ученые отметили, что наличие этих структур препятствует слиянию концов хромосом друг с другом [7, 8] и охарактеризовали теломеры как гетерохроматин с уникальным строением и функциями, но молекулярные особенности их структуры были раскрыты лишь через несколько десятилетий.

В 60-х годах XX в., работая с культурой фибробластов эмбрионов человека, Л. Хейфлик постулировал существование лимита клеточных делений, заключавшегося в том, что клетки способны к делению не более 40–60 раз. При приближении к этому лимиту наблюдалось клеточное старение [9], которое выражалось в прекращении клеточных делений, накоплении «клеточного мусора» и, в конечном итоге, общей дегенерации всей клеточной культуры. Десять лет спустя советский ученый А. Оловников опубликовал работу под названием «Теория маргинотомии», где изложил идею, в соответствии с которой такое ограничение делений может быть объяснено потерей концевых участков дочерней цепи ДНК. Ученый высказал предположение, что существует некий «буфер», из-за которого не происходит потери белок-кодирующей части ДНК, и который состоит из генов, не несущих никакой информации — телогенов (telogenes). Эти телогены, согласно Оловникову, находятся на концах каждой линейной хромосомы и укорачиваются в результате концевой недорепликации [10].

В начале 80-х годов XX в. Э. Блэкбёрн и Дж. Шостак, изучая тандемные повторы на концах хромосом, обнаружили, что последовательность теломерной ДНК схожа у эукариотических организмов разных таксонов [11]. Впоследствии было показано, что в отсутствие теломер концы хромосом распознаются как двуцепочечные разрывы, что может привести к слиянию концов хромосом друг с другом или к их разрушению нуклеазами [12].

К началу XXI в. стало понятно, что теломеры состоят из теломерной ДНК, комплекса белков-шелтеринов и белок-некодирующей теломерной РНК — TERRA (TElomeric Repeat-containing RNA), которая синтезируется с теломерной ДНК.

Теломерная ДНК состоит из повторяющихся коротких, обычно 6 нуклеотидных, гуанин-богатых нуклеотидных мотивов [13]. У человека и ряда других близких к нему организмов эта последовательность представлена в виде двуцепочечного участка на конце хромосомы, состоящего из TTAGGG-повторов и оканчивающегося одноцепочечным 3'-выступом из 50–300 нуклеотидов [14] (рис. 1, а).

До сих пор в научном сообществе нет единого мнения о структуре одноцепочечного 3'-конца теломерной ДНК. Первые исследователи, изучавшие этот вопрос, предположили, что 3'-конец представлен в виде так называемой теломерной петли, или t-петли, а также D-петли, которая образуется путем внедрения одноцепочечного 3'-выступа в участок двуцепочечной теломерной ДНК, в результате чего образуется структура, похожая на лассо [15, 16] (рис. 1, b). Такая конформация, предположительно, остается стабильной за счет водородных связей между нуклеотидами [17]. Другие авторы, отмечая обогащенность 3'-конца гуанином, а также на основе кристаллографического анализа предположили наличие в теломерах гуаниновых тетрад [18]. Согласно этой гипотезе, гуанины из разных повторов образуют дополнительные водородные связи друг с другом, что обеспечивает достаточно стабильную структуру [19, 20]. Однако, чаще всего, в качестве консенсуса между двумя гипотезами предполагают, что теломерная ДНК существует в обеих конформациях, и 3'-конец представлен как t-петлей, так и гуаниновыми тетрадами [21].

 

Рис. 1. Строение теломер человека: а — линейное строение теломеры; b — вторичная структура теломеры в виде t-петли, сформированная с участием комплекса белков шелтерин

Fig. 1. Structure of human telomeres: a — linear structure of a telomere; b — secondary structure of a telomere in the form of a t-loop formed by shelterin proteins

 

Известно, что в стабилизации теломерной структуры на концах хромосом также принимают участие белки. На сегодняшний день известно более 200 белков, которые взаимодействуют с теломерами и влияют на их структуру [22]. К их числу относятся белки системы ответа на повреждение ДНК, такие как p53, RAD51, танкиразы 1 и 2, ERCC (excision repair cross-complementing — перекрестно-комплементирующие белки эксцизионной репарации) [23, 24]. Другие вовлечены в организацию ядра — LAP (lamin associated proteins — белки, ассоциированные с ламинами) [25] и SIR (silent information regulator — регулятор «молчащей» информации) [26].

Однако основным белковым комплексом, окружающим теломеры, является шелтерин (от англ. shelter — кров, убежище). Это комплекс из шести специализированных белков, которые связываются с теломерой и формируют из нее полностью функциональную структуру на конце хромосомы [2]. В состав шелтерина входят ДНК-связывающие белки TRF1 и TRF2 (Telomere Repeat Factor 1 и 2), которые с помощью C-концевого домена связываются непосредственно с TTAGGG-повторами в составе двуцепочечной теломерной ДНК (рис. 1, b) [17, 27–32]. Третий ДНК-связывающий белок POT1 (Protection of Telomere 1) стабилизирует однонитевой выступ на конце теломеры [33, 34]. TIN2, TPP1 и RAP1 взаимодействуют с ДНК-связывающими белками шелтерина, тем самым стабилизируют весь комплекс, а также опосредуют взаимодействие различных белков с теломерными последовательностями. Функционирующие в виде димера POT1 и ТРР1 закручивают однонитевой выступ с формированием t-петли, тем самым защищая свободный конец от распознавания системой репарации ДНК (рис. 1, b) [35]. Таким образом, шелтерин защищает теломеры, участвует в формировании t-петли, обеспечивает целостность ДНК, а также регулирует процесс связывания теломер с другими белками, в том числе ферментом теломеразой.

Основные функции теломер — защита концов хромосом, предотвращение негомологичной рекомбинации и соединений хромосом концами, участие в присоединении хромосом к ядерной мембране или матриксу. Помимо этого, теломеры играют важную роль в конъюгации гомологичных хромосом, расхождении хромосом или хроматид во время мейотических или митотических делений клетки [36, 37].

В настоящее время подробно описано влияние укорочения теломер на процесс старения. При критическом уменьшении длины теломер комплексы шелтерин диссоциируют с теломерных последовательностей, активируя тем самым систему ответа на повреждения ДНК и остановку клеточного цикла на стадии G1 [38]. Остановка клеточного цикла происходит за счет фосфорилирования белка р53 киназами систем ответа на повреждение ДНК, экспрессии р21 и ингибирования циклин-зависимых киназ, ответственных за продолжение клеточного цикла [39]. После остановки клеточного цикла клетка подвергается старению или апоптозу. Точные механизмы, которые определяют для клетки, будет ли это сценарий старения или апоптоза, не до конца выяснены [6].

Накопление стареющих клеток приводит к снижению митотической активности ткани, ограничивая, тем самым, ее потенциал к росту и регенерации. Большое число стареющих клеток в ткани является источником повышения уровня протеаз, провоспалительных цитокинов и ростовых факторов, которые действуют на соседние, делящиеся клетки. Иммунная система устраняет стареющие клетки, однако с возрастом ее работа становится менее эффективной [6, 39].

МЕТОДЫ ИЗУЧЕНИЯ ДЛИНЫ ТЕЛОМЕР

Для измерения длины теломер разработано множество подходов, которые могут использоваться как отдельно, так и совместно, в зависимости от конкретной задачи, а также от объекта исследования.

На заре изучения теломер был разработан метод анализа длин фрагментов терминальной рестрикции (от англ. terminal restriction fragment — TRF) на основе блоттинга по Саузерну [1]. Метод TRF позволяет оценить среднюю длину теломер в популяции клеток. Суть данного метода заключается в том, что в выделенную из клеток геномную ДНК добавляют рестриктазы, которые разрезают все последовательности кроме теломерных повторов. Далее, с помощью блоттинга по Саузерну, определяют длину рестрикционных фрагментов. Одним из недостатков метода TRF является то, что оценивается длина теломер только на популяцию клеток, тогда как отдельные клетки могут отличаться по этому параметру. Кроме того, между первым сайтом рестрикции на хромосоме и теломерными повторами располагается «район Х», длина которого может варьировать от 2,5 до 4 т. п. н. [40]. Это непосредственно приводит к завышенным результатам и влияет на точность самих измерений. К недостаткам метода TRF также можно отнести невозможность оценки длины коротких теломер, низкую чувствительность метода, необходимость большого количества ДНК для анализа [41]. За несколько десятилетий существования метода TRF был разработан ряд модификаций, позволяющих оценить длину теломер в определенных хромосомах [42] и уменьшить количество необходимой ДНК до 9 нг, что примерно соответствует 800 клеткам [43]. Преимущества метода TRF состоят в относительно низкой погрешности результатов измерений, полученных разными лабораториями и простоте выполнения. Метод TRF широко распространен и используется в качестве золотого стандарта для проверки и калибровки других методов измерения длин теломер [41].

Метод количественной полимеразной цепной реакции (ПЦР, от англ. Quantitave Polymerase Chain Reaction — qPCR) и его модификация — одноцветная мультиплексная количественная ПЦР — широко применяют в клинической диагностике длин теломер [44]. Метод основан на амплификации интересующей последовательности ДНК в течение 40 циклов с использованием специально разработанных праймеров, причем количество продукта ПЦР (ампликона) удваивается с каждым циклом. Количество представляющей интерес последовательности ДНК после qPCR определяют по интенсивности флуоресценции [45]. В отличие от TRF, методы, основанные на ПЦР, требуют меньшего количества ДНК, являются более точными и имеют сравнительно низкую стоимость. Однако, как и TRF, эти методы дают возможность измерять длину теломер только в совокупности клеток и не позволяют проводить измерения на единичных клетках и/или хромосомах [46].

Этот недостаток можно частично компенсировать при использовании метода анализа длины одиночных теломер — STELA (Single TElomere Length Analysis). Этот метод направлен на амплификацию теломерной ДНК определенной хромосомы за счет использования праймеров, специфичных для ее субтеломерных последовательностей [47]. Метод STELA имеет самую большую разрешающую способность среди всех методов измерения длины теломер — 0,1 т. п. н. Однако его существенными ограничениями являются сложность выполнения и отсутствие специфичности последовательности субтеломер большинства хромосом человека, поэтому теломеры только некоторых плеч хромосом могут быть проанализированы с помощью этого метода (Xp, Xq, 2p, 11q, 12q и 17p). Как следствие, метод STELA, в противоположность методам на основе ПЦР и TRF, не позволяет оценить среднее значение длины всех теломер клетки [48]. Поэтому его применение ограничивается изучением процесса сильного укорочения отдельных теломер, как маркера процесса старения в небольших популяциях клеток [41].

Количественная флуоресцентная гибридизация in situ (от англ. Quantitative Fluorescent In Situ Hybridization — Q-FISH) — метод измерения длин теломер на препаратах хромосом делящихся клеток или интерфазных ядер неделящихся клеток с помощью мечения специальными флуоресцентными зондами, комплементарными теломерным последовательностям хромосом. После детекции флуоресцентных сигналов ДНК-зондов, связавшихся с теломерными районами, измеряют величину и интенсивность флуоресцентного сигнала с помощью программного обеспечения, которое может сравнивать полученные данные со стандартами с известной длиной теломер. Для перевода из интенсивности флуоресценции зондов в тысячи пар оснований применяют 2 подхода. Первый подход заключается в одновременном проведении FISH в исследуемых клетках и плазмидах, содержащих определенное число теломерных повторов, а затем в сравнении полученных интенсивностей флуоресценции [49, 50]. Суть второго подхода — сравнение интенсивности флуоресценции зондов в исследуемых клетках и в клеточных линиях с известной длиной теломер [51–53]. Для повышения точности Q-FISH применяют нормализацию измерений по интенсивности флуоресценции зонда к референсному участку одной из хромосом, получая при этом относительные длины теломер. При сравнении такого подхода с методом TRF — золотым стандартом измерения длин теломер — получена сильная положительная корреляция [54]. Нормализация измерений позволяет учитывать эффективность прохождения гибридизации, компактизацию хроматина, а также изменения яркости лампы флуоресцентного микроскопа. Недостатком метода Q-FISH на препаратах хромосом является сложность применения на медленно делящихся или неделящихся клетках, поскольку для достоверного измерения длин теломер требуется порядка 10–15 метафазных пластинок [41]. При применении метода Q-FISH на интерфазных ядрах гистологических срезов сложно оценить вариабельность длин теломер между клетками, так как фиксация материала может влиять на эффективность проведения гибридизации ДНК-зондов с теломерной ДНК [55]. Минусом применения Q-FISH на интерфазных ядрах также может быть наложение сигналов, что сказывается на точности измерений и лишает метод ряда преимуществ [46]. При работе с цитогенетическими препаратами делящихся клеток метод Q-FISH позволяет измерять длины определенных теломер, сравнивать теломеры гомологичных хромосом и сестринских хроматид. Данный метод имеет высокую разрешающую способность и позволяет работать с отдельными клетками, в том числе с триплоидными зиготами человека [56], клетками цитотрофобласта хориона [57], лимфоцитами периферической крови [58].

Важно отметить, что несмотря на преимущества и недостатки каждого из методов, результаты измерений могут значительно различаться из-за межхромосомной, межклеточной и межтканевой вариабельности длин теломер, в том числе вследствие направленного воздействия эндогенных и экзогенных факторов на определенные типы клеток. Следовательно, при интерпретации полученных значений длин теломер необходимо учитывать данные ограничения.

МЕХАНИЗМЫ ПОДДЕРЖАНИЯ И ИЗМЕНЕНИЯ ДЛИНЫ ТЕЛОМЕР

Длина теломер характеризуется значительной межвидовой вариабельностью. Так, в соматических клетках мыши средняя длина теломер хромосом составляет около 50 т. п. н. [59], свиньи — 15 т. п. н. [60], а клетки человека в среднем имеют теломеры длиной не более 20 т. п. н. [61]. Более того, теломеры хромосом в соматических клетках человека укорачиваются с возрастом, что было неоднократно продемонстрировано на примере лейкоцитов и фибробластов индивидов разного возраста [5, 61]. Таким образом, длина теломер непостоянна и меняется в зависимости от ряда факторов.

Концевая недорепликация теломер

Теломерные участки хромосом сокращаются после каждой репликации ДНК. Эукариотическая ДНК-полимераза не способна полностью синтезировать 5'-конец дочерней цепи целиком, так как для этого необходима затравка в виде праймера на 3'-конце. При этом дистальный фрагмент 3'-конца остается недоступным для ДНК-полимеразы. Поэтому после диссоциации РНК-праймера остается нереплицированный участок, который составляет около 10 пар оснований [4]. В действительности, укорочение теломер после репликации происходит гораздо быстрее из-за особенностей их вторичной структуры: за каждый раунд такого деления теломерная ДНК уменьшается на 50–200 нуклеотидов [62]. Причина такого явления заключается в следующем: присутствие комплекса шелтерин и гуаниновых тетрад на концевых участках теломер вызывает остановку вилки репликации [63, 64]. В результате остаются концы ДНК, которые заканчиваются парой комплементарных оснований. Затем для формирования новой t-петли необходимо образование однонитевого выступа за счет расщепления нуклеазами одной нити концевого участка ДНК [65], что в итоге вызывает избыточное сокращение теломерных последовательностей.

Укорочение теломер в норме приводит к остановке деления клеток, прекращению пролиферации и регенерации тканей [66]. Однако в некоторых типах клеток организма человека не происходит укорочение теломер. К ним, прежде всего, относят эмбриональные стволовые клетки, которые способны почти к неограниченному количеству делений, а также предшественники половых клеток, которые передадут длину теломер гаметам и, соответственно, будущему поколению. В таких клетках работают механизмы поддержания и увеличения длин теломер [67].

Фермент теломераза

Первый механизм удлинения теломер был описан в 1984 г. благодаря обнаружению фермента, способного достраивать теломерные последовательности ДНК инфузорий Tetrahymena. При добавлении олигонуклеотидов теломерных повторов инфузорий (TTGGGG)₄ в клеточный экстракт происходило удлинение цепочки повторов [68]. В тот момент оставалось неясно, осуществляет ли такую реакцию ранее неизвестный фермент или же обнаружена новая активность одной из известных ДНК-полимераз. В дальнейших экспериментах с добавлением олигонуклеотидов теломерных повторов дрожжей (TGGG) к экстрактам инфузорий наблюдали достраивание теломерных повторов, характерных для Tetrahymena [69]. А новый фермент, который достраивает теломеры по собственному РНК-шаблону, комплементарному теломерным последовательностям, был назван «теломераза» [70].

Молекулярный состав теломеразы человека был определен только в 2007 г. Выяснилось, что фермент теломераза функционирует как димер, состоящий из следующих компонентов: теломеразной обратной транскриптазы TERT (TElomerase Reverse Transcriptase), теломеразной РНК — TERC (TElomerase RNA Component), последовательность которой комплементарна теломерной ДНК, и белка дискерина (DKC1) [71].

TERT относится к классу обратных транскриптаз — ферментов, которые способны синтезировать одноцепочечную ДНК (оцДНК), используя РНК в качестве матрицы [72]. РНК-компонент теломеразы (TERC) представляет собой матрицу, по образцу которой идет процесс присоединения нуклеотидов к теломерной последовательности. Помимо этого, TERC образует вторичную структуру, которая связывает между собой белковые компоненты теломеразы. TERC имеет определенную последовательность — CAB-бокс, благодаря которому происходит перемещение теломеразы в тельца Кахаля. Там же идет синтез теломеразного РНК-компонента, соединение с белковыми компонентами теломеразы и сборка всего комплекса. Мутации в CAB-боксе приводят к остановке сборки теломеразы, несмотря на наличие всех компонентов [73]. Дискерин — ядрышковый белок, который стабилизирует TERC и, тем самым, участвует в сборке теломеразного комплекса [74, 75].

Нарушения функций компонентов теломеразного комплекса — наиболее частые причины синдромов, связанных с аномальным сокращением длины теломер — теломеропатий [76]. Частые проявления теломеропатии: идиопатический легочный фиброз [77], семейная форма цирроза печени [78], апластическая анемия у взрослых [79], острый миелоидный лейкоз [80].

Удлинение теломер с помощью теломеразы происходит во время S-фазы клеточного цикла [81, 82]. Поскольку РНК-компонент теломеразы комплементарен G-богатой нити теломер, следовательно, теломераза удлиняет только одну, лидирующую, нить теломерной последовательности ДНК. Другая, С-богатая, нить теломер достраивается ДНК-полимеразами [83].

Для нормальной работы теломеразы необходима хеликаза RTEL1 (Regulator of Telomere Length 1 — регулятор длины теломер 1), которая раскручивает t-петлю, освобождает однонитевой выступ в теломере и делает ее доступной для удлинения [84]. В случае нарушения работы RTEL1, переход теломеры в линейную форму возможен только при помощи особых комплексов — резолвасом, которые осуществляют полное вырезание t-петли [85]. Такой процесс сопряжен с быстрым укорочением теломер и приводит к развитию тяжелой формы врожденного дискератоза [86].

Теломераза преимущественно удлиняет самые короткие теломеры через механизм, опосредованный белками комплекса шелтерин [87]. Два компонента шелтеринового комплекса — TRF1 и TRF2 — опосредованно ингибируют работу теломеразы [88]. При этом чем больше длина теломерных последовательностей, тем больше на них потенциальных сайтов связывания для TRF1 и TRF2 [89], что объясняет специфичность теломеразы к удлинению более коротких теломер.

Теломераза активна преимущественно в делящихся клетках: в некоторых стволовых клетках [90, 91], что объясняет их способность делиться на протяжении всей жизни организма; в клетках опухолей [92] — именно способностью раковых клеток к неограниченному числу делений вследствие высокой активности теломеразы объясняется потенциал к росту опухоли; а также в предшественниках половых клеток [93–97]; бластомерах доимплантационных зародышей [95]; эмбриональных стволовых клетках [98].

Альтернативное удлинение теломер

Второй механизм поддержания и увеличения длин теломер называется ALT (alternative lengthening of telomeres — альтернативное удлинение теломер) [99]. ALT-положительные клетки обнаруживают в 10–15 % опухолей человека, в которых удлинение теломер происходит на фоне отсутствия теломеразной активности [100]. В настоящее время механизм ALT описан не только в раковых клетках человека и других млекопитающих, но и у ранних эмбрионов мышей [98].

ALT осуществляется за счет рекомбинации между теломерными повторами. ALT-положительные клетки обладают рядом особенностей. В них может присутствовать внехромосомная теломерная ДНК в виде двуцепочечных теломерных колец (t-колец) [101], однонитевых колец — C-богатых или G-богатых [102], линейной двуцепочечной ДНК [102] или высокомолекулярных t-комплексов [103]. ALT-положительные клетки характеризуются высокой внутриклеточной вариабельностью длин теломер [100], быстрыми изменениями длины теломер [104] и повышенной частотой рекомбинации теломерных последовательностей [105].

Хотя и установлено, что ALT происходит за счет рекомбинации, сам механизм удлинения теломер не до конца выяснен. Существует две основные модели рекомбинационного удлинения теломер: модель неравных теломерных сестринских хроматидных обменов (т-СХО) и модель зависимой от гомологичной рекомбинации репликации ДНК [106].

Механизм неравных т-СХО основан на рекомбинационной репарации после остановки вилки репликации. Об этом свидетельствует наличие в ALT-положительных клетках однонитевых разрывов в теломерной ДНК, которые в свою очередь препятствуют прохождению вилки репликации [102]. В случае неравных обменов одна из дочерних клеток будет нести хромосому с длинной теломерой, а другая — с короткой. Дочерняя клетка с длинной теломерой будет способна пройти больше циклов деления и даст клеточную популяцию с более длинными теломерами, чем изначальная материнская клетка [107].

Модель зависимой от гомологичной рекомбинации репликации ДНК заключается в синтезе теломерной ДНК, с использованием в качестве матрицы гомологичной хромосомы, с которой происходит рекомбинация [99, 108]. В отличие от предыдущей модели, в данном случае происходит суммарное увеличение длины теломер, а не перераспределение между дочерними клетками. При этом матрицей для синтеза теломерной последовательности может служить гомологичная хромосома, сестринская хроматида или даже t-петля на собственной хроматиде [109]. Возможно использование в качестве матрицы и экстрахромосомных теломерных фрагментов — как линейных, так и кольцевых (t-колец) [108].

Таким образом, существует два основных пути увеличения длин теломерных районов хромосом: с участием фермента теломераза и с помощью зависимого от рекомбинации механизма ALT. Основными регуляторами активности теломеразы и ALT выступают теломерные РНК, а также эпигенетические модификации в субтеломерных районах хромосом.

Регуляция длин теломер с участием теломерной РНК

Долгое время было принято считать, что теломеры транскрипционно неактивны, однако в 2007 г. было обнаружено, что РНК-полимераза II транскрибирует теломерные повторы млекопитающих и синтезирует теломерную РНК, или TERRA [3]. Интересно, что у человека транскрипция TERRA может идти со всех теломер, тогда как у мышей она происходит лишь в двух хромосомах [110], что свидетельствует о видоспецифичности данного процесса.

Синтез TERRA происходит с промоторов, находящихся в субтеломерном районе, в направлении к концу хромосомы [111]. В результате TERRA состоит из участка, комплементарного субтеломерной последовательности на хромосоме, с которой осуществляется синтез, и тандемных UUAGGG-повторов, комплементарных теломерной ДНК на 5'-конце хромосомы [3, 112]. При этом число UUAGGG-повторов и, соответственно, длина теломерной РНК значительно варьируют. Поскольку полимераза не может полностью транскрибировать область теломерных повторов, то длина UUAGGG-последовательностей в TERRA, как правило, не превышает 400 оснований [113].

В регуляции синтеза TERRA большое значение имеют эпигенетические модификации, в частности метилирование ДНК и модификации гистоновых белков. Уровень метилирования в CpG-островках промоторов TERRA устанавливается и поддерживается метилтрансферазами DNMT3b и DNMT1. Высокое содержание 5mC подавляет способность РНК-полимеразы II связываться с сайтами старта транскрипции TERRA [111]. Негативное влияние на экспрессию TERRA также оказывает триметилирование гистона H3K9 и связывание белка HP1α [114].

TERRA принимает активное участие в процессах регуляции гомеостаза теломер и поддержании их функций [3, 112]. Впервые влияние транскрипции теломер на их длину было показано еще задолго до открытия TERRA в опытах на дрожжах Saccharomyces cerevisiae [115]. Позднее было установлено, что именно TERRA способна влиять на длину теломер [116]. Существует несколько механизмов регуляции длины теломер с участием TERRA.

TERRA способна подавлять активность теломеразы in vitro. UUAGGG-повторы TERRA комплементарны последовательности РНК-компонента (TERC) теломеразы, могут связываться с ним и полностью блокировать работу теломеразного комплекса [117]. Предотвращать такое ингибирование теломеразы способны TERRA-связывающие белки, такие как hnRNPA1 [118].

У дрожжей S. cerevisiae с коротких теломер транскрипция TERRA идет активнее, чем с длинных. Такие TERRA своими UUAGGG-повторами взаимодействуют с РНК-компонентами теломеразы, а субтеломерной частью связываются с теломерами, с которых транскрибировались [119]. Таким образом, TERRA может участвовать в переносе теломеразы на короткие теломеры, в результате чего после диссоциации TERRA и снятия блока с теломеразного комплекса может происходить их направленное увеличение [119].

TERRA также может комплементарно взаимодействовать с С-богатой нитью теломер и образовывать R-петли — гибридные структуры ДНК и РНК [120]. У дрожжей наличие R-петель приводит к более позднему старению клеток даже при отсутствии теломеразной активности [121]. Наличие R-петель повышает частоту рекомбинации теломерных последовательностей и, тем самым, приводит к ALT-зависимому увеличению теломер [122, 123].

Таким образом, TERRA может участвовать в нескольких механизмах регуляции длин теломер. С одной стороны, TERRA блокирует активность теломеразы, но при этом может способствовать транспорту теломеразного комплекса на определенные теломерные последовательности. С другой стороны, TERRA служит позитивным регулятором длины теломер за счет образования R-петель с теломерными последовательностями ДНК и активации пути ALT.

Эпигенетическая регуляция длин теломер

Нуклеосомы в теломерных участках хромосом имеют в своем составе модифицированные гистоны, характерные для гетерохроматина — триметилированные по лизину гистоны H3 (H3K9) и H4 (H4K20) [124]. Модифицирование осуществляется гистон-метилтрансферазами семейства SUV, которые поддерживают триметилирование гистонов как в теломерном, так и прицентромерном хроматине [124]. В теломерах млекопитающих также обнаружены белки НР1 (heterochromatin protein 1 — белок гетерохроматина 1). Они имеют сродство к триметилированному H3K9 и способствуют большей компактизации хроматина [125]. Гистоны Н3 и Н4 в теломерных районах хромосом характеризуются низким уровнем ацетилирования — маркера активного хроматина [126].

Нарушения модификаций гистонов в теломерных участках приводят к потере контроля регуляции длины теломер [124]. При отсутствии гистон-метилтрансфераз семейства SUV и, соответственно, снижении триметилирования H3K9 и H4K20 происходит аномальное удлинение теломер [124, 125]. Эпигенетические модификации гистонов, характерные для гетерохроматина, с одной стороны, могут влиять на способность белков комплекса шелтерин TRF1 и POT1 регулировать активность теломеразы [127, 128] и на способность белка TRF2 регулировать рекомбинацию теломер [129], а с другой — сам комплекс белков шелтерин может участвовать в регуляции эпигенетического статуса теломер. В частности, TRF1 опосредованно, а TIN2 напрямую способны связываться с НР1 [130, 131].

Другой эпигенетический механизм регуляции длины теломер — метилирование ДНК. Метилирование ДНК — важный механизм тонкой регуляции многих процессов, происходящих в клетке. Оно осуществляется посредством ферментативной активности ДНК-метилтрансфераз (DNMT), которые присоединяют метильные группы к остаткам цитозина в составе GC-динуклеотидов. Метилирование обычно приводит к репрессии транскрипции ДНК. Хотя теломерная ДНК и не содержит GC-динуклеотидов и не может быть репрессирована метилированием, регуляция ее длины может осуществляться путем изменения эпигенетического статуса других участков хромосом, с которых синтезируются РНК и белки, взаимодействующие с теломерами [132, 133]. Так, метилирование субтеломерных районов хромосом, содержащих промоторы теломерной РНК, ингибирует синтез TERRA [111, 134–136] и, таким образом, опосредованно влияет на длину теломер и/или активность теломеразы. Предположительно, инактивация гена DNMT инициирует увеличение длины теломер при помощи механизма ALT [137].

Таким образом, эпигенетические модификации теломерных и субтеломерных участков хромосом тесно связаны с регуляцией длины теломер. Уровень 5-метилцитозина в GC-динуклеотидах субтеломерных участков хромосом, как напрямую, так и опосредованно, через запуск транскрипции TERRA, выступает важным регулятором рекомбинации теломерных последовательностей, то есть механизма ALT. Эпигенетические модификации гистонов также могут выступать в качестве регулятора длины теломер за счет влияния на активность теломеразы через белки комплекса шелтерин.

ИЗМЕНЕНИЯ ДЛИНЫ ТЕЛОМЕР В ОНТОГЕНЕЗЕ ЧЕЛОВЕКА И ВЛИЯНИЕ НА НЕЕ ЭНДО- И ЭКЗОГЕННЫХ ФАКТОРОВ

Длина теломер в мужских и женских гаметах

Длина теломер достаточно хорошо изучена в соматических клетках человека [5, 61, 138–140]. Меньше известно о длине теломер в половых клетках, хотя именно эта проблема считается крайне важной в свете ассоциации длин теломер и нарушений репродукции [141–144]. Так, исследований длин теломер в ооцитах немного, и в большинстве из них были использованы клетки, полученные при применении вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ) [52, 142, 145]. Длина теломер в ооцитах человека характеризуется наименьшими размерами среди всех клеток организма [67, 95, 98], при этом установлена тенденция к их уменьшению с увеличением возраста женщины [143, 146, 147]. При этом в соматических клетках женщин длина теломер больше, чем у мужчин [148–151]. Относительно длин теломер в половых клетках мужчин ситуация обратная: в сперматозоидах длина теломер самая высокая среди всех клеток организма [152, 153], и в дополнение к этому наблюдается тенденция к увеличению теломер в сперматозоидах мужчин с увеличением их возраста [52, 154–158]. Данные о различиях по длине теломер в мужских и женских половых клетках были подтверждены в исследовании на зиготах человека: в хромосомах, унаследованных из спермия, длина теломер была выше, чем в хромосомах, унаследованных из ооцита [56]. Таким образом, у человека наблюдается удивительный половой диморфизм по длине теломер, как в соматических, так и в половых клетках.

Длина теломер — важный параметр не только собственно половых клеток, но и клеток, осуществляющих обеспечение их жизнедеятельности. Так, важным биомаркером состояния ооцитов может служить длина теломер в клетках фолликулярного эпителия, таких как клетки кумулюса. Клетки кумулюса — это гранулезные клетки, которые прилегают к ооциту и формируют с ним ооцит-кумулюсный комплекс [159]. Клетки кумулюса за счет образования трансзональных цитоплазматических выступов, способных проникать через блестящую оболочку ооцита, обеспечивают его питание, защиту и множество других функций. Показано, что в кумулюсе активна теломераза, обеспечивающая поддержание длины теломер [160]. При изучении в рамках вспомогательных репродуктивных технологий различных характеристик доимплантационных эмбрионов, отражающих их качество, было установлено, что теломеры были значительно короче в клетках кумулюса, окружающих ооциты, из которых после оплодотворения развились эмбрионы низкого качества, по сравнению с эмбрионами высокого качества [161]. Таким образом, длина теломер в клетках кумулюса потенциально может служить дополнительным критерием для оценки качественных ооцитов. Следует учитывать, что после получения ооцит-кумулюсных комплексов при стимуляции суперовуляции, ооцит очищают от клеток кумулюса, которые не используются при дальнейшей процедуре. Именно это дает возможность проводить их изучение без ущерба для процедуры экстракорпорального оплодотворения.

Роль эндо- и экзогенных воздействий в пренатальный период в детерминации длины теломер у новорожденных

Длина теломер новорожденных зависит от ряда факторов, таких как наследственность, пол и средовые воздействия. С одной стороны, длина теломерных последовательностей — наследуемый признак [162, 163], что было показано на амниоцитах в пренатальный период развития [164], а также на лимфоцитах периферической крови моно- и дизиготных близнецов [165–167] и фибробластах [164] в постнатальном периоде. С другой стороны, установлены отличия в длине теломер в зависимости от пола новорожденного. У новорожденных девочек теломеры в лимфоцитах периферической крови длиннее, чем у новорожденных мальчиков [168], что предположительно связано с гормональными отличиями пренатального развития плодов разного пола. Подтверждение этому факту было получено в исследовании по измерению длин теломер в лимфоцитах взрослых однополых и разнополых близнецов. Так, теломеры у близнецов-девочек оказались длиннее, чем у близнецов-мальчиков. Длина теломер у разнополых близнецов не различалась [169]. Влияние гормонов на длину теломер связывают, прежде всего, с воздействием эстрогена, так как он способен повышать активность теломеразы, в том числе благодаря повышению экспрессии TERT [170]. Половые гормоны транспортируются как через эмбриональные оболочки, так и через мембраны клеток. Однополые близнецы женского пола в период внутриутробного развития могут дополнительно усиливать эстрогеновый фон, тогда как у разнополых близнецов подобный эффект отсутствует. Аналогично, повышенный уровень эстрогена у матери во время беременности связан с увеличенной длиной теломер у ребенка в первые месяцы после рождения [171].

В исследовании на 700 образцах пуповинной крови и плаценты показана связь между уменьшением длины теломер у плода и высоким индексом массы тела матери [172]. Повышенная концентрация витаминов D и B₁₂ в крови матери, напротив, ассоциирована с удлинением теломер плода [173–175].

Одними из довольно распространенных веществ, используемых в быту, являются фторорганические соединения, среди которых распространены пер- и полифторалкилы (per/poly-fluoroalkyl substances — PFAS). PFAS входят в состав антипригарного покрытия посуды, пищевых упаковок, одежды, применяются в авиастроении. При этом PFAS обладают свойством накапливаться в организме [176]. Высокие концентрации PFAS в крови матери были связаны с укорочением теломер у новорожденных в весенний период [177]. PFAS, предположительно, влияет на длину теломер через нарушение работы митохондрий и накопление активных форм кислорода [178]. Сезонное влияние PFAS на длину теломер у новорожденных, вероятно, связано с тем, что у родившихся весной заключительные месяцы внутриутробного развития (зима и начало весны) проходят в период снижения уровня витамина D в крови у матери [179]. Так как витамин D участвует в защите от окислительного стресса и подавлении воспалительных процессов, то у родившихся весной не происходит компенсации негативного влияния PFAS, в отличие от детей, родившихся в другие времена года.

Важным фактором, влияющим на длину теломер новорожденных, становится психоэмоциональный стресс матери во время беременности. Стресс оценивается с помощью специального стандартизованного показателя PSS (Perceived Stress Scale — шкала воспринимаемого стресса), суммирующего результат анкетирования по 14 вопросам [180]. Данный метод позволяет эффективно оценивать степень полученного психоэмоционального стресса, что было подтверждено с помощью метаанализа [181]. Высокий уровень стресса у матери во время беременности ассоциирован с уменьшенной длиной теломер у ребенка, что было показано как на клетках из пуповинной крови новорожденных [182, 183], так и на клетках буккального эпителия детей 3–5 лет [184].

К укорочению теломер плода может приводить гестационный сахарный диабет у матери [185]. Негативное воздействие на теломеры связано с окислительным стрессом при гестационном сахарном диабете, что выражено повышением уровня продуктов перекисного окисления липидов при одновременном снижении активности супероксиддисмутаз [186] и антиоксидантов [187].

В качестве факторов, связанных с длиной теломер в период пренатального развития, могут выступать эпигенетические модификации ДНК. Так, в исследовании на клетках цитотрофобласта хориона обнаружено достоверное увеличение длины теломер в хроматидах, обогащенных 5-гидроксиметилцитозином, что, вероятно, связано с участием данной модификации ДНК в зависимом от рекомбинации механизме удлинения теломер [57].

Важно отметить, что изменения длины теломер, возникшие в пренатальном периоде развития, могут сохраняться на последующих этапах онтогенеза [188].

Негативные и протективные воздействия на длину теломер в постнатальный период развития

В соматических клетках, в которых отсутствует теломеразная активность, длина теломер сокращается с каждым циклом репликации ДНК [5, 61]. Окислительный стресс, вызванный неблагоприятными внешними воздействиями, может приводить к укорочению теломер [189]. С возрастом наблюдается накопительный эффект негативных воздействий, что вызывает сокращение длины теломер во всех тканях организма [61, 190].

При психоэмоциональном стрессе и, особенно, при депрессивных состояниях, длина теломер сокращается [191, 192]. При этом умеренные физические нагрузки снижают негативное воздействие психологического стресса на длину теломер [193]. Ожирение, курение, потребление алкоголя также приводят к укорочению теломер [194–196].

Укорочение теломер может происходить в результате воздействия ультрафиолетового и ионизирующего излучения [197, 198]. В ряде исследований обнаружено, что люди, участвовавшие в ликвидации аварии на Чернобыльской АЭС и испытаниях атомных бомб, а также пережившие атомную бомбардировку, имеют укороченные теломеры в лимфоцитах периферической крови, по сравнению с людьми, которые не подвергались ионизирующему излучению [199–201].

Высокий уровень ферритина в сыворотке крови приводит к сокращению теломер [202]. Свинец и кадмий так же негативно влияют на длину теломер, что было показано в исследованиях на культурах клеток человека [203] и лимфоцитах периферической крови [204]. Высокий уровень свинца в организме и укорочение теломер зафиксированы у рабочих заводов по производству свинца и аккумуляторов [205, 206]. В целом, большая часть населения напрямую не подвергается воздействию данных металлов. Однако в связи с переходом на возобновляемые источники энергии, электромобили и с увеличением числа портативных электронных устройств количество тяжелых металлов в окружающей среде и отходов, связанных с их добычей и неправильной утилизацией, будет только расти.

Укороченные теломеры и повышенный уровень метилирования ДНК обнаружены у рабочих в месторождениях с открытой добычей угля [207]. Угольная пыль, попадающая в дыхательные пути рабочих, представляет собой смесь неорганических соединений и ароматических углеводородов, многие из которых обладают мутагенным и канцерогенным эффектами. Длительное воздействие угольной пыли может напрямую вызывать укорочение теломер, так как способствует образованию разрывов ДНК, что было выявлено методом ДНК-комет и микроядерным тестом [208]. Металлы, ароматические углеводороды и другие соединения, входящие в состав угольной пыли, могут повышать уровень окислительного стресса и нарушать процесс метилирования ДНК, тем самым приводя к уменьшению длины теломер [207].

В качестве регуляторов длины теломер может выступать такой биологический фактор, как микрофлора кишечника. Стоит отметить, что состав микробиома изменяется с возрастом [209], а в результате связанного с возрастом дисбиоза может быть повышена проницаемость стенки кишечника и вызвано системное воспаление [210]. При этом важно не только разнообразие микробиома, но и его состав. Так, у детей 6–9 лет выявлена зависимость между наличием нескольких видов микроорганизмов (Lachnoclostridium phocaeense, Ruminococcus torques, род Lachnospiraceae) и уменьшенной длиной теломер в лимфоцитах периферической крови [211]. Другим биологическим фактором, влияющим на теломеры, могут быть вирусы. На протяжении трехлетнего интервала наблюдения у носителей цитомегаловируса, вируса герпеса человека 6-го типа (HHV-6) и вируса простого герпеса (HSV) отмечена уменьшенная длина теломер в лимфоцитах, по сравнению с неносителями [212]. Один из путей воздействия цитомегаловируса на длину теломер может заключаться в регуляции работы эндокринной системы. Цитомегаловирус может инфицировать клетки коры надпочечников, вызывать повышение синтеза стероидных гормонов [213], тем самым снижая теломеразную активность в CD4⁺ и CD8⁺ Т-лимфоцитах [214]. Механизм влияния вирусов HHV-6 и HSV на длину теломер неизвестен и требует дальнейшего изучения.

Однако некоторые вещества могут защищать теломеры от укорочения и/или способствовать их удлинению. Например, повышенное потребление селена [215] и меди [216] с пищей ассоциировано с увеличенной длиной теломер. Производные витамина С [217], витамины В₉ и B₁₂ [218, 219], витамин D [220], природные антиоксиданты [221] так же связаны с увеличением длины теломерных последовательностей.

Таким образом, длина теломер, подвергаясь в течение жизни человека разнонаправленному действию эндо- и экзогенных факторов, находится в состоянии динамического равновесия. Смещение такого равновесия в результате усиления влияния одного или нескольких факторов может привести к изменению длины теломер как в сторону уменьшения, так и увеличения, тем самым изменив закономерные онтогенетические изменения.

ОСНОВНЫЕ МЕХАНИЗМЫ ВЛИЯНИЯ ОКИСЛИТЕЛЬНОГО СТРЕССА НА ДЛИНУ ТЕЛОМЕР

Несмотря на различие в пролиферативном статусе клеток и разнообразие воздействий факторов внешней среды, их эффект, в большинстве случаев, опосредован нарушением баланса молекул активного кислорода, вызывающих оксидативный стресс, что приводит, в свою очередь, к изменению длины теломер (рис. 2).

 

Рис. 2. Протективные и негативные факторы, влияющие на длину теломер человека посредством изменения уровня активных форм кислорода (reactive oxygen species — ROS)

Fig. 2. Protective and negative factors affecting human telomere length through changes in the level of reactive oxygen species (ROS)

 

Так, возможными механизмами воздействия гестационного психоэмоционального стресса на длину теломер плода может быть усиление воспалительных процессов у матери [222, 223], а также повышение уровня гормонов кортизола и катехоламинов, обладающих провоспалительной и проокислительной активностью [224]. Повышенный индекс массы тела перед беременностью вызывает повышение уровня маркера воспаления — С-реактивного белка у новорожденных [225]. В постнатальном периоде онтогенеза ожирение, курение, потребление алкоголя, а также состояние психоэмоционального стресса вызывают усиление воспалительных процессов в организме и повышение уровня активных форм кислорода [192, 194–196]. Соединения железа могут выступать катализаторами реакций образования гидроксильных радикалов [226], кадмий нарушает работу системы репарации ДНК и снижает устойчивость генома к воздействию активных форм кислорода [227], свинец повышает уровень активных форм кислорода в клетке [206]. Ультрафиолетовое и ионизирующее излучение не только напрямую воздействуют на ДНК [228], но и вызывают образование активных форм кислорода в клетке [229].

Ряд веществ, наоборот, повышают антиоксидантную защиту клетки. Аскорбат-2-О-фосфат, одно из производных витамина С, нейтрализует активные формы кислорода, а также замедляет снижение активности теломеразы в стареющих клетках in vitro [217]. Катехины зеленого чая могут способствовать увеличению длины теломер посредством повышения экспрессии TERT и восстановления теломеразной активности [221]. Селен входит в состав селенопротеинов, большинство из которых обладают оксидоредуктазной активностью [230]. Медь обладает способностью менять степень окисления и поэтому является важным компонентом супероксиддисмутаз — ферментов, нейтрализующих активные формы кислорода [231, 232]. Витамины В₉ и B₁₂ снижают образование гомоцистеина — провоспалительного фактора [218, 219]. Витамин D снижает уровень С-реактивного белка и провоспалительных цитокинов, таких как интерлейкин-2 (IL-2) и фактор некроза опухоли-альфа (TNF-α) [220]. Таким образом, перечисленные факторы могут не напрямую, а опосредованно влиять на длину теломер, путем снижения окислительного стресса, повышения теломеразной активности и снижения уровня воспаления.

Умеренная физическая нагрузка способствует увеличению активности теломеразы как у модельных объектов [233], так и у человека [234], что было выявлено в ряде исследований и подтверждено метаанализом [235]. Физическая активность также улучшает физиологическое состояние, усиливает эндогенную антиоксидантную защиту [236]. Важно отметить, что физическая активность сама по себе является фактором стресса, поэтому только умеренная физическая нагрузка дает благоприятный эффект через состояние «эустресса», тогда как экстремальные физические нагрузки могут вызывать обратную реакцию [237].

Таким образом, вероятный механизм воздействия на длину теломер многочисленных экзогенных факторов — это изменение уровня активных форм кислорода. На данный момент описано несколько моделей влияния окислительного стресса на длину теломерных последовательностей. Теломерные повторы содержат большое количество гуанина — по 3 основания в каждом шестинуклеотидном повторе. Согласно одной из моделей, в результате действия активных форм кислорода гуанин окисляется до 8-оксогуанина, который нарушает связь белков комплекса шелтерин с теломерными повторами. При высоком уровне окислительного стресса комплексы шелтерин покидают протяженные участки теломерных повторов, а нуклеазы начинают распознавать и разрезать теломерные последовательности, модифицированные 8-оксогуанином [238, 239]. Комплексы белков шелтерин не только укладывают теломеры в t-петлю, но и блокируют пути сигналинга повреждений ДНК. Таким образом, при потере шелтерина активируется каскад сигналов о повреждении ДНК, что запускает апоптоз либо остановку клеточного цикла [240].

Согласно другой модели, активные формы кислорода, особенно гидроксильные радикалы, приводят к однонитевым разрывам ДНК. Такие разрывы появляются либо при непосредственном воздействии активных форм кислорода, либо при репарации окисленных оснований. Однако восстановление однонитевых разрывов в теломерной ДНК происходит медленно и малоэффективно по сравнению с другими участками генома [241]. Основной причиной этого может быть компонент комплекса шелтерин — белок TRF2. Он блокирует взаимодействие ферментов системы репарации с теломерной ДНК [242], блокирует активацию киназы АТМ в ответ на повреждение ДНК [243], взаимодействует с полимеразой β, которая негативно влияет на процесс репарации [244]. Один из примеров влияния окислительного стресса и работы системы репарации на длину теломер — синдром Луи-Бар (атаксия-телеангиэктазия), который характеризуется иммунодефицитом, преждевременным старением, дегенерацией мозжечка. Причинами заболевания становятся мутации в гене киназы АТМ, которая отвечает за запуск ответа на разрывы ДНК и поддержание целостности генома [245]. Из-за нарушения работы системы репарации ДНК клетки пациентов с синдромом Луи-Бар чувствительны к окислительному стрессу, что способствует у них резкому уменьшению теломер [245].

Третий механизм влияния окислительного стресса на длину теломер — регуляция транспорта каталитической субъединицы теломеразы (TERT) из ядра. Белок TERT содержит сигнал ядерного экспорта (nucleus export signal — NES) на С-терминальном участке [246] и сигналы митохондриальной локализации на N-терминальном участке [247]. При повышении уровня активных форм кислорода TERT транспортируется в митохондрии [247], где осуществляет защиту митохондриальной ДНК (мтДНК) от активных форм кислорода и снижает их производство самой митохондрией [248]. TERT как обратная транскриптаза в митохондриях может взаимодействовать с различными мтРНК — например тРНК митохондрий, РНК-компонентом RMRP комплекса, 5.8S рРНК [249, 250]. Однако сам механизм защиты мтДНК и снижения уровня активных форм кислорода в митохондриях остается невыясненным. Важно отметить, что при цитоплазматической или митохондриальной локализации TERT теломераза перестает выполнять функцию по увеличению длин теломер, так как для этого нужна ядерная локализация всех субъединиц комплекса [246]. При этом процесс экспорта TERT из ядра обратим: при снижении окислительного стресса TERT снова может транспортироваться в ядро [251].

Воздействию активных форм кислорода могут подвергаться и теломерные РНК (TERRA). TERRA чувствительна к окислительному стрессу, так как содержит большое количество гуанина, который является потенциальной мишенью, для окисления [252]. Более того, окисленный гуанин имеет меньшее сродство к цитозину и большее к аденину, чем немодифицированный гуанин [253]. Это может негативно влиять на связывание TERRA с теломерными последовательностями ДНК, а также снижать стабильность R-петель, что служит важным условием для прохождения альтернативного удлинения теломер [253].

Окислительный стресс зачастую связан с повышением уровня провоспалительных цитокинов [254], которые также могут влиять на длину теломер. Так, один из провоспалительных цитокинов — TNF-α — снижает экспрессию TERT и приводит к подавлению активности теломеразы [255] — основного пути поддержания и увеличения длин теломер.

Таким образом, изменение уровня активных форм кислорода — основной механизм воздействия различных факторов внешней среды на длину теломер. При этом активные формы кислорода оказывают комплексное воздействие на длину теломер как напрямую с образованием окисленных форм гуанина, так и опосредованно через образование однонитевых разрывов в ДНК, снижение теломеразной активности и подавление ALT.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Теломеры — одни из самых динамичных компонентов генома человека. С одной стороны, в ходе онтогенеза их длина уменьшается. Это неминуемо происходит в ходе клеточных делений из-за концевой недорепликации ДНК [4, 5, 10, 62] и/или вследствие разрушения теломер из-за негативного воздействия множества внешних факторов, в основном опосредованного повышенным содержанием активных форм кислорода [256, 257]. С другой стороны, длина теломер поддерживается в ходе передачи наследственной информации в ряду поколений, преимущественно в половых клетках и раннем эмбриогенезе, за счет работы теломеразы или альтернативных механизмов удлинения, основанных на негомологичной рекомбинации теломерных последовательностей [99, 100]. Таким образом, длина теломер находится в постоянном динамическом равновесии. Соблюдение этого равновесия крайне важно, так как его нарушение может повлечь за собой критическое уменьшение длины теломер и, как следствие, изменение жизненного потенциала клетки. В свете этого важно понимание не только механизмов воздействия негативных факторов, но и способов минимизирования или нейтрализации их влияния. Возможно, это понимание позволит приблизиться к разработке лечебных и профилактических мер как минимум для сохранения, а как максимум для доброкачественного увеличения длины теломер.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Вклад авторов. Все авторы внесли существенный вклад в разработку концепции, проведение исследования и подготовку статьи, прочли и одобрили финальную версию перед публикацией. Вклад каждого автора: А.А. Пендина, О.А. Ефимова — разработка концепции и дизайна статьи; М.И. Крапивин, Я.М. Сагурова, А.В. Тихонов, О.А. Ефимова — поиск и анализ литературы; М.И. Крапивин, Я.М. Сагурова, А.А. Пендина — подготовка первоначальной версии статьи; М.И. Крапивин, Я.М. Сагурова, А.В. Тихонов — подготовка иллюстративного материала; О.А. Ефимова, А.А. Пендина — доработка, исправление и контроль научного содержания.

Конфликт интересов. Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией настоящей статьи.

Источник финансирования. Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 18-75-10046).

ADDITIONAL INFORMATION

Author contribution. Thereby, all authors made a substantial contribution to the conception of the work, acquisition, analysis, interpretation of data for the work, drafting and revising the work, final approval of the version to be published and agree to be accountable for all aspects of the work. Author contributions: A.A. Pendina, O.A. Efimova — conception and study design; M.I. Krapivin, Yа.M. Sagurova, A.V. Tikhonov, O.A. Efimova — search and analysis of literature; M.I. Krapivin, Yа.M. Sagurova, A.A. Pendina — original draft preparation; M.I. Krapivin, Yа.M. Sagurova, A.V. Tikhonov — preparation of illustrative material; O.A. Efimova, A.A. Pendina — critical revision for important intellectual content, editing, and supervision.

Competing interests. The authors declare that they have no competing interests.

Funding source. This work was supported by the Russian Science Foundation (grant No. 18-75-10046).

About the authors

Mikhail I. Krapivin

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Author for correspondence.
Email: krapivin-mihail@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-1693-5973
SPIN-code: 4989-1932
Scopus Author ID: 56507166200

Junior Researcher

Russian Federation, Saint Petersburg

Yanina M. Sagurova

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: yanina.sagurova96@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-4947-8171
SPIN-code: 8908-7033
Scopus Author ID: 57212446052

Junior Researcher

Russian Federation, Saint Petersburg

Olga A. Efimova

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: efimova_o82@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-4495-0983
SPIN-code: 6959-5014
Scopus Author ID: 14013324600

Cand. Sci. (Biol.), Head of laboratory of cytogenetics and cytogenomics of reproduction

Russian Federation, Saint Petersburg

Andrey V. Tikhonov

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: tixonov5790@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-2557-6642
SPIN-code: 3170-2629
Scopus Author ID: 57191821068

Cand. Sci. (Biol.), Researcher

Russian Federation, Saint Petersburg

Anna A. Pendina

D.O. Ott Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology

Email: pendina@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-9182-9188
SPIN-code: 3123-2133
Scopus Author ID: 6506976983

Cand. Sci. (Biol.), Researcher

Russian Federation, Saint Petersburg

References

Supplementary files