Allelopatyczny wpływ ekstraktu z gryki na siewki wybranych gatunków chwastów
MAGDALENA SZWED
Siedlce University of Natural Sciences and Humanities Institute of Biological Sciences, Prusa 14, 08-110 Siedlce, PolandJOANNA MITRUS
Siedlce University of Natural Sciences and Humanities Institute of Biological Sciences, Prusa 14, 08-110 Siedlce, PolandMARCIN HORBOWICZ
Siedlce University of Natural Sciences and Humanities Institute of Biological Sciences, Prusa 14, 08-110 Siedlce, Polandhttps://orcid.org/0000-0002-1789-4034
Abstrakt
Oceniano wpływ 1% wyciągu wodnego uzyskanego z 14-dniowych roślin gryki zwyczajnej (Fagopyrum esculentum Moench) na siewki wybranych gatunków chwastów. Korzenie siewek owsa głuchego (Avena fatua L.), włośnicy sinej (Setaria glauca L.), chwastnicy jednostronnej (Echinochloa crus galli (L.) P. Beauv.), miotły zbożowej (Apera spica-venti (L.) P. Beauv.), przytulii czepnej (Galium aparine L.), maruny bezwonnej (Matricaria inodora L.), żółtlicy drobnokwiatowej (Galinsoga parviflora Cav.) i wyki drobnokwiatowej (Vicia hirsuta L.) inkubowano w tym ekstrakcie i porównano z roślinami kontrolnymi rosnącymi w wodzie. Uzyskane wyniki pokazują, że ekstrakt z gryki miał mniejszy wpływ hamujący na wzrost pędów niż korzeni ocenianych gatunków chwastów. Ekstrakt z gryki powodował zahamowanie wzrostu korzeni u wszystkich gatunków, z wyjątkiem wyki drobnokwiatowej. W przypadku pędów zahamowanie wzrostu przez ekstrakt z gryki wystąpiło tylko u owsa głuchego, podczas gdy
u włośnicy sinej, maruny bezwonnej i wyki drobnokwiatowej wykazano stymulację wzrostu. Wyniki te mogą wskazywać, że ekstrakty z gryki działają na bezpośrednio narażone tkanki. Odmienna reakcja metaboliczna dzikiego owsa na ekstrakt z gryki po 5 dniach ekspozycji niż po 2 dniach może wskazywać na szybkie dostosowanie siewek owsa głuchego do warunków stresowych.
Słowa kluczowe:
gryka zwyczajna, ekstrakt wodny, chwasty, siewki, wzrostBibliografia
Adamczewski K., Kierzek R., Matysiak K., 2013. Wild oat (Avena fatua L.) biotypes resistant to acetolactate synthase and acetyl-CoA carboxylase inhibitors in Poland. Plant Soil Environ. 59, 432–437, https://doi.org/10.17221/177/2013-PSE
Anwar S., Shah W.A,. Shafi M., Bakht H., Khan M.A., 2003. Efficiency of sorgaab (Sorghum water extract) and herbicide for weed control in wheat (Triticum aestivum) crop. Pak. J. Weed Sci. Res. 9, 161–170.
Appel H.M., 1993. Phenolics in ecological interactions: the importance of oxidation. J. Chem. Ecol. 19, 1521–1552, https://doi.org/10.1007/BF00984895
Bajwa A.A., Jabran K., Shahid M., Ali H.H., Chauhan B.S., Ehsanullah, 2015. Eco-biology and management of Echinochloa crus-galli. Crop Prot. 75, 151–162, https://doi.org/10.1016/j.cropro.2015.06.001
Baziramakenga R., Leroux G.D., Simard R.R., 1995. Effects of benzoic and cinnamic acids on membrane permeability of soybean roots. J. Chem. Ecol. 21, 1271–1285, https://doi.org/10.1007/BF02027561
Beckie H.J., Warwick S.I., Sauder C.A., 2012. Basis for herbicide resistance in Canadian populations of wild oat (Avena fatua). Weed Sci. 60, 10–18, https://doi.org/10.1614/WS-D-11-00110.1
de Bertoldi C., De Leo M., Braca A., Ercoli L., 2009. Bioassay-guided isolation of allelochemicals from Avena sativa L.: allelopathic potential of flavone C-glycosides. Chemoecology 19, 169–176, https://doi.org/10.1007/s00049-009-0019-5
Brand-Williams W., Cuvelier M.E., Berset C., 1995. Use of free radical method to evaluate antioxidant activity. LWT Food Sci. Technol. 28, 25–30, https://doi.org/10.1016/S0023-6438(95)80008-5
Devi R.S., Prasad M.N.V., 1996. Ferulic acid mediated changes in oxidative enzymes of maize seedlings: implications in growth. Biol. Plant. 38, 387–395, https://doi.org/10.1007/BF02896668
Esmaeili M., Heidarzade A., Pirdashti H., Esmaeili F., 2012. Inhibitory activity of pure allelochemicals on barnyardgrass (Echinochloa crus-galli L.) seed and seedling parameters. Int. J. Agric. Crop Sci. 4, 274–279.
Falquet B., Gfeller A., Pourcelot M., Tschuy F., Wirth J., 2015. Weed suppression by common buckwheat: a review. Environ. Contr. Biol. 51, 1–6, https://doi.org/10.2525/ecb.53.1
Gfeller A., Glauser G., Etter C., Signarbieux C., Wirth J., 2018. Fagopyrum esculentum alters its root exudation after Amaranthus retroflexus recognition and suppresses weed growth. Front. Plant Sci. 9, 50, https://doi.org/10.3389/fpls.2018.00050
Golisz A., Lata B., Gawronski S.W., Fujii Y., 2007. Specific and total activities of the allelochemicals identified in buckwheat. Weed Biol. Manag. 7, 164–171, https://doi.org/10.1111/j.1445-6664.2007.00252.x
Heidarzade A., Pirdashti H., Esmaeili M.A., Asghari J., 2012. Inhibitory activity of allelochemicals on barnyardgrass (Echinochloa crus-galli L) seed and seedling parameter World Appl. Sci. J. 17, 1535–1540.
Hodges D.M., DeLong J.M., Forney Ch.F., Prange R.K., 1999. Improving the thiobarbituric acid-reactive-substances assay for estimating lipid peroxidation in plant tissues containing anthocya-nin and other interfering compounds. Planta 207, 604–611, https://doi.org/10.1007/s004250050524
Jönsson R., Bertholdsson N.O., Enqvist G., Ahman I., 1994. Plant characters of importance in ecological farming. J. Swed. Seed Ass. 104, 137–148.
Kato-Noguchi H., Sugimoto H., Yamada M., 2007. Buckwheat seedlings may inhibit other plant growth by allelopathic substances. Environ. Contr. Biol. 45, 27–32, https://doi.org/10.2525/ecb.45.27
Kobayashi A., Kimb M.J., Kawazu K., 1996. Uptake and exudation of phenolic compounds by wheat and antimicrobial components of the root exudate. Z. Naturforsch. C 51c, 527–533.
Mioduszewska H., Klocek J., Horbowicz M., Wolska K., 2013. Effect of water extracts from tissues of common buckwheat on seed germination and seedlings growth of winter wheat and lettuce. Acta Sci. Pol Agricultura 12, 45–54.
Mushtaq M.N., Cheema Z.A., Khaliq A., 2010. Effect of mixture of allelopathic plant aqueous extracts on Trianthema portulacastrum L. weed. Allelopathy J. 25, 205–212.
Singh H.P., Kaur S., Batish D.R., Kohli R.K., 2009. Caffeic acid inhibits in vitro rooting in mung bean (Vigna radiata (L.) Wilczek) hypocotyls by inducing oxidative stress. Plant Growth Regul. 57, 21–30, http://dx.doi.org/10.1007/s10725-008-9314-3
Singleton V.L., Orthofer R., Lamuela-Raventos R.M., 1999. Analysis of total phenols and other oxidation substrates and antioxidants by means of Folin-Ciocalteu reagent. Method. Enzymol. 299, 152–178, http://dx.doi.org/10.1016/S0076-6879(99)99017-1
Szwed M., Wiczkowski W., Szawara-Nowak D., Obendorf R.L., Horbowicz M., 2019. Allelopathic influence of common buckwheat root residues on selected weed species. Acta Physiol. Plant. 41(6), 92, https://doi.org/10.1007/s11738-019-2885-y
Tanveer A., Jabbar M.K., Kahliq A., Matloob A., Abbas R.N., Javaid M.M., 2012. Allelopathic effects of aqueous and organic fractions of Euphorbia dracunculoides Lam. on germination and seedling growth of chickpea and wheat. Chil. J. Agr. Res. 72, 495–501.
Tawaha A.M., Turk M.A., 2003. Allelopathic effects of black mustard (Brassica nigra) on germination and growth of wild barley (Hordeum spontaneum). J. Agron. Crop Sci. 189, 298–303. https://doi.org/10.1046/j.1439-037X.2003.00047.x
Tominaga T., Uezu T., 1995. Weed suppression by buckwheat. In: T. Matano, A. Ujihara (eds), Current Advances in Buckwheat Research. Shinshu University Press, Asahi Matsumoto, Japan, 693–697.
Uddin M.N., Robinson R.W., Caridi D., 2014. Phytotoxicity induced by Phragmites australis: an assessment of phenotypic and physiological parameters involved in germination process and growth of receptor plant. J. Plant Interact. 9, 338–353, http://dx.doi.org/10.1071/MF12071
Uddin M.R., Li X., Won O.J., Park S.U., Pyon J.Y., 2012. Herbicidal activity of phenolic compounds from hairy root cultures of Fagopyrum tataricum. Weed Res. 52, 25–33, http://dx.doi.org/10.1111/j.1365-3180.2011.00894.x
Velikova V., Yordanov I., Edreva A., 2000. Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants. Protective role of exogenous polyamines. Plant Sci. 151, 59–66, https://doi.org/10.1016/S0168-9452(99)00197-1
Wiczkowski W., Szawara-Nowak D., Dębski H., Mitrus J., Horbowicz M., 2014. Comparison of flavonoids profile in sprouts of common buckwheat cultivars and wild tartary buckwheat. Int. J. Food Sci. Tech. 49, 1977–1984, https://doi.org/10.1111/ijfs.12484
Wiczkowski W., Szawara-Nowak D., Sawicki T., Mitrus J., Kasprzykowski Z., Horbowicz M., 2016. Profile of phenolic acids and antioxidant capacity in organs of common buckwheat sprout. Acta Aliment. Hung. 45(2), 250–257, https://doi.org/10.1556/066.2016.45.2.12
Xuan T.D., Tsuzuki E., 2004. Allelopathic plants: buckwheat. Allelopathy J. 13, 137–148.
Yu J.Q., Ye S.F., Zhang M.F., Hu W.H., 2003. Effects of root exudates and aqueous root extracts of cucumber (Cucumis sativus) and allelochemicals, on photosynthesis and antioxidant enzymes in cucumber. Biochem. Syst. Ecol. 31, 129–139, https://doi.org/10.1016/s0305-1978(02)00150-3
Siedlce University of Natural Sciences and Humanities Institute of Biological Sciences, Prusa 14, 08-110 Siedlce, Poland
Siedlce University of Natural Sciences and Humanities Institute of Biological Sciences, Prusa 14, 08-110 Siedlce, Poland
Siedlce University of Natural Sciences and Humanities Institute of Biological Sciences, Prusa 14, 08-110 Siedlce, Poland https://orcid.org/0000-0002-1789-4034
Licencja
Artykuły są udostępniane na zasadach CC BY 4.0 (do 2020 r. na zasadach CC BY-NC-ND 4.0)..
Przysłanie artykułu do redakcji oznacza, że nie był on opublikowany wcześniej i nie jest rozpatrywany do publikacji gdzie indziej.
Autor podpisuje oświadczenie o oryginalności dzieła, wkładzie poszczególnych osób i źródle finansowania.
Samoarchiwizacja
Czasopismo Agronomy Science przyjęło politykę samoarchiwizacji nazwaną przez bazę Sherpa Romeo drogą niebieską. Od 2021 r. autorzy mogą samoarchiwizować postprinty artykułów oraz wersje wydawnicze (zgodnie z licencją CC BY). Artykuły z lat wcześniejszych (udostępniane na licencji CC BY-NC-ND 4.0) mogą być samoarchiwizowane tylko w wersji wydawniczej.
