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Caracterização bioquímica e cinética de lipoxigenases de plantas de soja submetidas à aplicação de ácidos graxos poliinsaturados

Biochemical and kinetic characterization of lipoxygenases of two soybean genotypes submitted to leaf spraying of polyunsaturated fatty acids

Resumos

O objetivo deste trabalho foi avaliar a capacidade da planta de soja em responder à aplicação de ácidos graxos, substratos das lipoxigenases, pela "via das lipoxigenases" por meio da caracterização bioquímica e cinética do "pool" das lipoxigenases foliares. Dois genótipos de soja foram usados: um normal (variedade IAC-100) e outro desprovido das três lipoxigenases nas sementes (genótipo IAC-100 TN). As plantas foram tratadas com os ácidos araquidônico, linoléico e linolênico, no início do estádio V2 de desenvolvimento, até atingirem o estádio V3. Em seguida, os trifolíolos foram coletados 0, 24 e 48 horas após a última aplicação dos ácidos graxos. Os resultados mostraram um pico de atividade das lipoxigenases a pH 6,0 e 25°C de temperatura. Os valores de atividade das lipoxigenases nos dois genótipos foram maiores nos tratamentos que nos respectivos controles, e os valores de K M app diminuíram 48 horas após a última aplicação dos ácidos linoléico e linolênico no tratamento em relação ao controle. Estes resultados sugerem que a planta de soja responde à aplicação de ácidos graxos nas folhas, com o aumento na atividade das lipoxigenases, e que a remoção das lipoxigenases da semente não afetou a resposta da planta a esse tipo de tratamento, uma vez que IAC-100 e IAC-100 TN apresentaram comportamentos bioquímico e cinético semelhantes.

Glycine max; atividade enzimática; oxirredutase; isoenzima; resposta da planta


The objective of this work was to evaluate the capacity of soybean plant to respond to spraying of fatty acids, lipoxygenase substract, by lipoxygenase pathway through the biochemical and kinetic characterization of the "pool" of lipoxygenases from leaves. Two cultivars of soybean were used: one normal (cultivar IAC-100) and the other devoid of three lipoxygenases in the seeds (cultivar IAC-100 TN). The plants were treated with arachidonic, linoleic and linolenic acids at the beginning of the development stage V2, up to the stage V3. The trifoliates were collected at 0, 24 and 48 hours after the last spraying of fatty acids. The results of the biochemical and kinetic studies showed a peak of lipoxygenase activity at pH 6.0 and temperature at 25°C. The activity values for both genotypes were higher in the treatment than in the respective control, and the K M app values decreased 48 hours after the last spray with linoleic and linolenic acids, in the treatments towards respective controls. These results suggest that the soybean plant responds to the application of fatty acids in the leaves by increasing lipoxygenase activity, and that removing lipoxygenases from the seed has not changed the response of the plant to the fatty acids treatment, since IAC-100 and IAC-100 TN presented similar biochemical and kinetic behaviors.

Glycine max; enzymic activity; oxidoreductases; isoenzymes; plant response


Caracterização bioquímica e cinética de lipoxigenases de plantas de soja submetidas à aplicação de ácidos graxos poliinsaturados1 1 Aceito para publicação em 17 de maio de 2002. 2 Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/n o, CEP 36571-000, Viçosa, MG. E-mail: rbatista@alunos.ufv.br, malmeida@mail.ufv.br, cvpires@alunos.ufv.br, piovesan@mail.ufv.br, srezende@mail.ufv.br, moreira@mail.ufv.br

Biochemical and kinetic characterization of lipoxygenases of two soybean genotypes submitted to leaf spraying of polyunsaturated fatty acids

Rosa Bárbara Batista2 1 Aceito para publicação em 17 de maio de 2002. 2 Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/n o, CEP 36571-000, Viçosa, MG. E-mail: rbatista@alunos.ufv.br, malmeida@mail.ufv.br, cvpires@alunos.ufv.br, piovesan@mail.ufv.br, srezende@mail.ufv.br, moreira@mail.ufv.br ; Maria Goreti de Almeida Oliveira2 1 Aceito para publicação em 17 de maio de 2002. 2 Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/n o, CEP 36571-000, Viçosa, MG. E-mail: rbatista@alunos.ufv.br, malmeida@mail.ufv.br, cvpires@alunos.ufv.br, piovesan@mail.ufv.br, srezende@mail.ufv.br, moreira@mail.ufv.br ; Christiano Vieira Pires2 1 Aceito para publicação em 17 de maio de 2002. 2 Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/n o, CEP 36571-000, Viçosa, MG. E-mail: rbatista@alunos.ufv.br, malmeida@mail.ufv.br, cvpires@alunos.ufv.br, piovesan@mail.ufv.br, srezende@mail.ufv.br, moreira@mail.ufv.br ; Newton Deniz Piovesan2 1 Aceito para publicação em 17 de maio de 2002. 2 Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/n o, CEP 36571-000, Viçosa, MG. E-mail: rbatista@alunos.ufv.br, malmeida@mail.ufv.br, cvpires@alunos.ufv.br, piovesan@mail.ufv.br, srezende@mail.ufv.br, moreira@mail.ufv.br ; Sebastião Tavares de Rezende2 1 Aceito para publicação em 17 de maio de 2002. 2 Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/n o, CEP 36571-000, Viçosa, MG. E-mail: rbatista@alunos.ufv.br, malmeida@mail.ufv.br, cvpires@alunos.ufv.br, piovesan@mail.ufv.br, srezende@mail.ufv.br, moreira@mail.ufv.br ; Maurílio Alves Moreira2 1 Aceito para publicação em 17 de maio de 2002. 2 Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/n o, CEP 36571-000, Viçosa, MG. E-mail: rbatista@alunos.ufv.br, malmeida@mail.ufv.br, cvpires@alunos.ufv.br, piovesan@mail.ufv.br, srezende@mail.ufv.br, moreira@mail.ufv.br

Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/no, CEP 36571-000, Viçosa, MG

Endereço para correspondência Endereço para correspondência Rosa Bárbara Batista E-mail: rbatista@alunos.ufv.br

RESUMO

O objetivo deste trabalho foi avaliar a capacidade da planta de soja em responder à aplicação de ácidos graxos, substratos das lipoxigenases, pela "via das lipoxigenases" por meio da caracterização bioquímica e cinética do "pool" das lipoxigenases foliares. Dois genótipos de soja foram usados: um normal (variedade IAC-100) e outro desprovido das três lipoxigenases nas sementes (genótipo IAC-100 TN). As plantas foram tratadas com os ácidos araquidônico, linoléico e linolênico, no início do estádio V2 de desenvolvimento, até atingirem o estádio V3. Em seguida, os trifolíolos foram coletados 0, 24 e 48 horas após a última aplicação dos ácidos graxos. Os resultados mostraram um pico de atividade das lipoxigenases a pH 6,0 e 25°C de temperatura. Os valores de atividade das lipoxigenases nos dois genótipos foram maiores nos tratamentos que nos respectivos controles, e os valores de KM app diminuíram 48 horas após a última aplicação dos ácidos linoléico e linolênico no tratamento em relação ao controle. Estes resultados sugerem que a planta de soja responde à aplicação de ácidos graxos nas folhas, com o aumento na atividade das lipoxigenases, e que a remoção das lipoxigenases da semente não afetou a resposta da planta a esse tipo de tratamento, uma vez que IAC-100 e IAC-100 TN apresentaram comportamentos bioquímico e cinético semelhantes.

Termos para indexação:Glycine max, atividade enzimática, oxirredutase, isoenzima, resposta da planta.

ABSTRACT

The objective of this work was to evaluate the capacity of soybean plant to respond to spraying of fatty acids, lipoxygenase substract, by lipoxygenase pathway through the biochemical and kinetic characterization of the "pool" of lipoxygenases from leaves. Two cultivars of soybean were used: one normal (cultivar IAC-100) and the other devoid of three lipoxygenases in the seeds (cultivar IAC-100 TN). The plants were treated with arachidonic, linoleic and linolenic acids at the beginning of the development stage V2, up to the stage V3. The trifoliates were collected at 0, 24 and 48 hours after the last spraying of fatty acids. The results of the biochemical and kinetic studies showed a peak of lipoxygenase activity at pH 6.0 and temperature at 25°C. The activity values for both genotypes were higher in the treatment than in the respective control, and the KM app values decreased 48 hours after the last spray with linoleic and linolenic acids, in the treatments towards respective controls. These results suggest that the soybean plant responds to the application of fatty acids in the leaves by increasing lipoxygenase activity, and that removing lipoxygenases from the seed has not changed the response of the plant to the fatty acids treatment, since IAC-100 and IAC-100 TN presented similar biochemical and kinetic behaviors.

Index terms:Glycine max, enzymic activity, oxidoreductases, isoenzymes, plant response.

Introdução

As lipoxigenases (linoleato: oxigênio oxirredutase; EC 1.13.11.12) são isoenzimas que catalisam a oxidação de ácidos graxos poliinsaturados contendo o sistema cis,cis-1,4-pentadieno, para formar hidroperóxidos (Siedow, 1991). Quando os tecidos das plantas são degradados por patógenos ou mecanicamente danificados, ocorre uma degradação seqüencial dos lipídios, na qual os produtos primários da reação das lipoxigenases, os hidroperóxidos, podem ser metabolizados por duas vias enzimáticas principais: hidroperóxido-liase e hidroperóxido-ciclase (Farmer & Ryan, 1992; Croft et al., 1993).

A hidroperóxido-liase produz aldeídos de seis carbonos, como o trans-2-hexenal (composto característico do sabor e odor de frutos e folhas), e a traumatina. Os aldeídos formados pela ação da lipoxigenase inibem, possivelmente, o crescimento de fungos, insetos e protozoários (Croft et al., 1993). A traumatina, também conhecida como hormônio do ferimento, bem como o ácido traumático, é um dos compostos que pode estar envolvido no processo de sinalização e divisão celular na resposta a ferimentos em plantas (Zimmerman & Coudron, 1979).

A hidroperóxido-ciclase produz o ácido 12-oxo-fitodienóico, que após uma redução e três ß-oxidações, dá origem ao ácido jasmônico. Este composto possui atividade de regulador do crescimento e está envolvido nos processos de desenvolvimento na resposta da planta a lesões e a patógenos. Esta segunda atividade tem sido verificada principalmente na indução da expressão de genes que codificam inibidores de proteases (Farmer & Ryan, 1992; Croft et al., 1993).

Os principais substratos das lipoxigenases em plantas superiores são os ácidos linoléico e linolênico (Wang et al., 1999). O ácido linolênico é o ácido graxo mais abundante na maioria dos tecidos vegetais, constituindo-se em mais de 80% do grupo acil dos lipídios de membrana dos cloroplastos. O ácido linoléico encontra-se em maior concentração nas sementes e embriões (Hildebrand et al., 1988). Nas plantas, pode ser convertido em ácido linolênico pela ação de uma dessaturase (Farmer & Ryan, 1992).

Uma vez que tem sido descrito o envolvimento das isoenzimas lipoxigenases em vários processos fisiológicos, torna-se cada vez mais importante a caracterização bioquímica e cinética dessas isoenzimas, em especial das que estão presentes nas folhas, visando elucidar a participação da "via das lipoxigenases" na fisiologia da planta, principalmente nos mecanismos de defesa da soja a insetos e patógenos.

Os objetivos deste trabalho foram caracterizar a bioquímica e a cinética das lipoxigenases em dois genótipos de soja e avaliar se a adição exógena dos substratos das lipoxigenases afeta a atividade dessas isoenzimas.

Material e Métodos

Foram utilizadas plantas de soja (Glycine max (L.) Merrill) da variedade IAC-100 e do genótipo com ausência das lipoxigenases nas sementes (IAC-100 TN). O genótipo IAC-100 TN, desenvolvido pelo Programa de Melhoramento da Qualidade da Soja do Bioagro/UFV, é uma linhagem avançada, obtida a partir da variedade IAC-100, a qual se encontra no sexto ciclo (RC6F3) de retrocruzamentos, terceira geração de autofecundação. A alta similaridade genética entre IAC-100 e IAC-100 TN foi confirmada por meio de análise do DNA, utilizando-se marcadores moleculares do tipo RAPD "Random Amplified Polymorphic DNA" e, também, por meio de características fenotípicas (Oliveira et al., 1998). As plantas foram cultivadas em vasos com capacidade para 3,0 kg de solo, em casa de vegetação.

As plantas de soja no estádio V2 de desenvolvimento (primeira folha trifoliolar completamente expandida) tiveram este trifolíolo isolado e submetido à pulverização em dias alternados, com soluções 10 mM de ácidos graxos contendo Triton X-100 0,01% (v/v) (Farmer & Ryan, 1992) até atingirem o estádio V3 de desenvolvimento (segunda folha trifoliolar completamente expandida). Plantas-controle receberam aplicação da solução aquosa de Triton X-100 0,01% (v/v). Foram utilizados os ácidos araquidônico, linoléico e linolênico.

Foram utilizadas, como fonte de enzima, a primeira e a segunda folhas trifoliolares de plantas de soja da variedade IAC-100 e do genótipo IAC-100 TN, no estádio V3 de desenvolvimento (Fehr et al., 1971). Os três folíolos da primeira e da segunda folhas trifoliolares foram coletados a 0, 24 e 48 horas após a última aplicação das soluções dos ácidos graxos, congelados em N líquido e armazenados a -80°C. O preparo do extrato bruto foi realizado a 4°C, de acordo com o método descrito por Ohta et al. (1986), com as seguintes modificações: tampão fosfato de sódio 50 mM pH 6,5 em substituição ao tampão fosfato 100 mM pH 6,5, além de não ter sido utilizado Triton X-100. Os folíolos, pesados e imediatamente congelados em N líquido, foram triturados em almofariz. O pó obtido foi macerado em tampão fosfato de sódio 50 mM pH 6,5, na proporção de 1:3 (p/v), e, em seguida, centrifugado a 17.200 g, por 60 minutos, a 4°C.

A atividade de lipoxigenase sobre o ácido linoléico foi determinada segundo o método descrito por Axelrod et al. (1981), o qual se baseia no aumento da absorbância a 234 nm, resultante da formação de um sistema de duplas ligações conjugadas no hidroperóxido formado. A temperatura de reação foi mantida a 25°C.

Para a determinação da atividade a diferentes valores de pH, foram usados os seguintes sistemas-tampão: ácido cítrico/fosfato dissódico (2,0-2,5); ácido cítrico/citrato de sódio (3,0-3,5); ácido acético/acetato de sódio (4,0-4,5); ácido cítrico/citrato de sódio (5,0-5,5); monofosfato/fosfato dissódico (6,0-7,0); Tris-HCl (7,5-8,5), e ácido bórico/borato de sódio (9,0-10,0), na concentração de 50 mM.

Na determinação da atividade das lipoxigenases, em vários valores de temperaturas, foi observada a taxa de oxidação do ácido linoléico pelas lipoxigenases a 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40, 45 e 50°C. Utilizou-se banho-maria, bem como espectrofotômetro com temperatura controlada.

Os parâmetros cinéticos, no estado estacionário, foram obtidos por meio de regressão não-linear.

Resultados e Discussão

Com o objetivo de caracterizar o pH ótimo de atuação das lipoxigenases foliares de plantas de soja submetidas à aplicação de substratos exógenos, realizaram-se as análises do efeito de pH sobre a atividade enzimática (Figura 1). Os perfis, dos demais tratamentos e seus respectivos controles, apresentaram-se semelhantes.


Houve dois picos de atividade das lipoxigenases a pH 4,5 e 6,0, nos dois genótipos, nos tratamentos, e em seus respectivos controles, tanto na resposta local quanto na sistêmica. Em pH 4,5, o valor da atividade foi semelhante nos dois genótipos, na resposta local e na sistêmica; entretanto, em pH 6,0, nos dois genótipos, o valor da atividade foi maior na resposta local do que na resposta sistêmica. As plantas tratadas com os substratos das lipoxigenases apresentaram valores de atividade maior do que os respectivos controles. Esses resultados sugerem que a pulverização de ácidos graxos promoveu o aumento na atividade dessas enzimas.

Tanto na resposta local quanto na sistêmica, nos dois genótipos, a atividade em pH 6,0 apresentou-se maior do que a atividade em pH 4,5, sugerindo que o "pool" das lipoxigenases contém mais de uma forma das isoenzimas. Como o extrato foliar continha lipoxigenases e não formas purificadas, os resultados sugerem que o "pool" das lipoxigenases contém formas das isoenzimas com maiores valores de atividade a pH 4,5 e formas com maiores valores de atividade a pH 6,0, respondendo à aplicação de ácidos graxos. Contudo, a atividade apresentou-se maior em pH 6,0 nos tratamentos. Christopher et al. (1972), utilizando ácido linoléico como substrato das lipoxigenases de sementes de soja, demonstraram que a LOX 1 tem atividade máxima em pH 9,5, a LOX 2 em pH 6,5 e a LOX 3 possui máxima atividade numa ampla faixa de pH, ou seja, 5,0 a 9,0.

Os valores de pH ótimo observados estão dentro da faixa de pH ótimo verificada em lipoxigenases de várias plantas: batata, pH 5,5-6,0 (Galliard & Phillips, 1971); semente de girassol, pH 6,2 (Leoni et al., 1985); folhas de tomate, pH 6,4-7,2 (Koch et al., 1992); pepino, pH 5,0 (Avdiushiko et al., 1994); pimentão, pH 6,5 (Minguez-Mosqueira et al., 1993); semente de ervilha, pH 6,8 (Redgel et al., 1995), culturas de oliveira (Olea europaea), pH 5,5 e 6,0-6,5 (Williams et al., 2000) e folhas de soja do genótipo IAC-100 e IAC-100 TN, no estádio V3 de desenvolvimento, pH 4,5 e 6,0 (Vieira et al., 2001).

A Figura 2 apresenta os perfis das curvas de temperatura versus atividade das lipoxigenases. Os perfis para os demais tratamentos e seus respectivos controles apresentaram-se semelhantes. O valor mais acentuado de atividade foi a 25°C, em ambos os genótipos e seus respectivos controles. O pico a 25°C foi o maior, porém não foi o único, o que indica, possivelmente, a presença de mais de uma forma de isoenzima lipoxigenase. A atividade foi maior nas plantas submetidas à aplicação foliar com ácidos graxos do que nos respectivos controles; isto sugere novamente, uma resposta das plantas de soja ao tratamento, evidenciada pelo aumento na atividade das lipoxigenases.


Outros autores também obtiveram um valor de temperatura ótima de 25°C para lipoxigenases foliares de soja: Lanna et al. (1996), trabalhando com plantas dos genótipos IAC-100, UFV-TN e Cristalina, no estádio V4 de desenvolvimento; Vieira et al. (2001), analisando plantas da variedade IAC-100 e do genótipo IAC-100 TN, no estádio V3 de desenvolvimento, submetidas a ferimento.

A determinação dos parâmetros cinéticos KM app e Vmáx app foi realizada a pH 6,0, em tampão fosfato de sódio 50 mM e 25°C. A Figura 3 apresenta o perfil do gráfico de Michaelis-Menten da atividade das lipoxigenases, e nela foi inserido o gráfico de Lineweaver-Burk. Em ambos os genótipos, o "pool" das lipoxigenases foliares submetidas à aplicação de ácidos graxos segue a cinética de Michaelis-Menten, na faixa de concentração do substrato analisada, uma vez que seus gráficos de atividade são curvas hiperbólicas.


Os valores de KM app e Vmáx app das lipoxigenases foliares, nas respostas local e sistêmica dos genótipos IAC-100 e IAC-100 TN com seus respectivos controles estão apresentados na Tabela 1. Não houve diferença nos valores de KM app, nos períodos de 0 e 24 horas após tratamentos, nas respostas local e sistêmica de ambos os genótipos. Os valores de KM app diminuíram 48 horas após a última aplicação, nos dois genótipos, nas respostas local e sistêmica, após tratamento com os ácidos linoléico e linolênico; houve, portanto, respostas mais tardias aos tratamentos. Como o KM é uma constante cinética que estabelece um valor aproximado ao nível intracelular de substrato, e sendo improvável que esse nível seja marcadamente maior ou menor que o valor de KM, o decréscimo no valor de KM app sugere uma melhor adaptação do substrato ao centro ativo da enzima, e, portanto, melhor eficiência catalítica (Oliveira et al., 1993). Além disso, os diferentes valores de KM app também sugerem alteração no "pool" das lipoxigenases das folhas nos dois genótipos estudados, em resposta à aplicação foliar dos substratos.

Os valores de KM app determinados no "pool" das lipoxigenases foliares foram menores nos tratamentos do que nos respectivos controles, tanto na resposta local, quanto na resposta sistêmica, em relação aos ácidos linoléico e linolênico, em ambos os genótipos. Os ácidos linoléico e linolênico são os principais substratos para lipoxigenases nas plantas, sendo que por ação de uma dessaturase, o ácido linoléico pode ser convertido em ácido linolênico (Farmer & Ryan, 1992). Essa diminuição dos parâmetros cinéticos demonstra que houve alteração na composição das formas das lipoxigenases presentes no "pool" de isoenzimas, em resposta à aplicação de ácidos graxos, o que sugere, também, que a planta de soja respondeu a esse tratamento mediante a "via das lipoxigenases". Os valores dos parâmetros cinéticos no tratamento com aplicação do ácido araquidônico foram semelhantes aos dos controles. Esses valores também foram maiores do que os encontrados nas plantas tratadas com os ácidos linoléico e linolênico.

Em nenhum dos casos a aplicação exógena de ácido araquidônico, substrato das lipoxigenases no sistema animal (Macrì et al., 1995), provocou alteração no valor de KM app, em relação aos controles. Isto sugere que os genótipos de soja estudados possivelmente não utilizaram preferencialmente este ácido como substrato exógeno. Farmer & Ryan (1992) trataram plantas de tomate com ácidos graxos e determinaram a produção de inibidores de proteases produzidos pela "via das lipoxigenases". Esses autores observaram que os maiores indutores de inibidores foram os ácidos linoléico e linolênico, uma vez que esses ácidos são substratos das lipoxigenases em folhas de tomate. Verificaram ainda que as plantas tratadas com ácido araquidônico não produziram inibidores de proteases através da "via das lipoxigenases".

As lipoxigenases encontram-se organizadas em uma grande família multigênica, que pode resultar, em dado tecido, na presença de um complexo de isoenzimas lipoxigenases que diferem quanto à especificidade pelo substrato, parâmetros físico-químicos e cinéticos (Siedow, 1991). Além disso, tem sido relatado que o nível de atividade das lipoxigenases presentes em um dado tecido pode variar como resposta fisiológica da planta a diferentes tipos de estresses (Rosahl, 1996).

Kato et al. (1993) mostraram que a expressão do gene de soja para LOX 4 aumenta em folha após a remoção do dreno reprodutivo. Bunker et al. (1995) observaram a indução da expressão de dois genes adicionais de lipoxigenases lox A e vlx C, em folhas de soja após a remoção da vagem. Saravitz & Siedow (1996) obtiveram aumento de LOX 7 e LOX 8 após a injúria mecânica em folhas de soja. Portanto, tem sido demonstrado que a expressão de diferentes genes das lipoxigenases de soja pode ser induzida nas folhas como resposta a diferentes estresses.

Os dados deste trabalho mostram que houve certa semelhança no comportamento cinético dos dois genótipos, sugerindo, assim, que a remoção genética das três isoenzimas lipoxigenases da semente de soja não afetou a expressão das lipoxigenases de folhas do genótipo IAC-100 TN. Este fato demonstra que a expressão dos genes das lipoxigenases da folha é independente da expressão dos genes das lipoxigenases da semente.

Conclusões

1. O valor de temperatura ótima das isoenzimas lipoxigenases, estudadas a pH 6,0, em respostas local e sistêmica, é de 25°C.

2. O ácido araquidônico não induz o aumento de atividade das lipoxigenases em folhas de soja dos genótipos estudados.

3. As plantas respondem ao tratamento por meio da "via das lipoxigenases".

4. A remoção genética das lipoxigenases da semente não afeta a resposta da planta ao tratamento.

Agradecimentos

À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Minas Gerais, pelo apoio financeiro.

Maria Goreti de Almeida Oliveira

E-mail: malmeida@mail.ufv.br

Christiano Vieira Pires

E-mail: cvpires@alunos.ufv.br

Newton Deniz Piovesan

E-mail: piovesan@mail.ufv.br

Sebastião Tavares de Rezende

E-mail: srezende@mail.ufv.br

Maurílio Alves Moreira

E-mail: moreira@mail.ufv.br

Aceito para publicação em 17 de maio de 2002.

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  • Endereço para correspondência
    Rosa Bárbara Batista
    E-mail:
  • 1
    Aceito para publicação em 17 de maio de 2002.
    2
    Universidade Federal de Viçosa, Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária, Dep. de Bioquímica e Biologia Molecular, Avenida Peter Henry Rolfs, s/n
    o, CEP 36571-000, Viçosa, MG. E-mail:
  • Datas de Publicação

    • Publicação nesta coleção
      14 Mar 2003
    • Data do Fascículo
      Nov 2002

    Histórico

    • Aceito
      17 Maio 2002
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